DNA

Desoxyribonukleinsäure (; DNA) ist ein Polymer, das aus zwei Polynukleotidketten besteht, die sich umeinander winden und eine Doppelhelix bilden. Dieses Polymer trägt die genetischen Anweisungen, die für die Entwicklung, Funktion, Wachstum und Reproduktion aller bekannten Organismen und vieler Viren unerlässlich sind. DNA und Ribonukleinsäure (RNA) werden als Nukleinsäuren kategorisiert. Neben Proteinen, Lipiden und komplexen Kohlenhydraten (Polysacchariden) stellen Nukleinsäuren eine der vier Hauptarten von Makromolekülen dar, die für alle bekannten Lebensformen lebenswichtig sind.

Desoxyribonukleinsäure (; DNA) ist ein Polymer, das aus zwei Polynukleotidketten besteht, die sich umeinander winden und eine Doppelhelix bilden. Das Polymer trägt genetische Anweisungen für die Entwicklung, Funktion, Wachstum und Reproduktion aller bekannten Organismen und vieler Viren. DNA und Ribonukleinsäure (RNA) sind Nukleinsäuren. Nukleinsäuren gehören neben Proteinen, Lipiden und komplexen Kohlenhydraten (Polysacchariden) zu den vier Haupttypen von Makromolekülen, die für alle bekannten Lebensformen essentiell sind.

Die beiden DNA-Stränge werden als Polynukleotide bezeichnet, weil sie aus einfacheren Monomereinheiten, den sogenannten Nukleotiden, aufgebaut sind. Jedes Nukleotid besteht aus einer von vier stickstoffhaltigen Nukleobasen (Cytosin [C], Guanin [G], Adenin [A] oder Thymin [T]), einem Desoxyribosezucker und einer Phosphatgruppe. Nukleotide sind kovalent innerhalb einer Kette über Phosphodiesterbindungen verbunden, die sich zwischen dem Zucker eines Nukleotids und dem Phosphat des nachfolgenden Nukleotids bilden, wodurch ein alternierendes Zucker-Phosphat-Rückgrat entsteht. Die stickstoffhaltigen Basen der beiden unterschiedlichen Polynukleotidstränge sind durch Wasserstoffbrücken miteinander verbunden und folgen bestimmten Basenpaarungsregeln: Adenin (A) paart sich mit Thymin (T) und Cytosin (C) paart sich mit Guanin (G) und bildet so doppelsträngige DNA. Diese komplementären stickstoffhaltigen Basen werden in zwei Gruppen eingeteilt: die einringigen Pyrimidine und die doppelringigen Purine. Innerhalb der DNA sind Thymin und Cytosin die Pyrimidine, während Adenin und Guanin die Purine sind.

Beide Stränge doppelsträngiger DNA enthalten identische biologische Informationen, die während der Replikation dupliziert werden, wenn die beiden Stränge dissoziieren. Die beiden DNA-Stränge weisen eine antiparallele Ausrichtung auf und verlaufen in entgegengesetzte Richtungen. Jeder Zuckeranteil ist kovalent an eine von vier Arten von Nukleobasen (oder Basen) gebunden. Die spezifische Reihenfolge dieser vier Nukleobasen entlang des Rückgrats ist für die Kodierung genetischer Informationen verantwortlich. RNA-Stränge werden unter Verwendung von DNA-Strängen als Matrize durch einen als Transkription bekannten Prozess synthetisiert, bei dem DNA-Basen durch die entsprechenden RNA-Basen ersetzt werden, wobei Thymin (T) durch Uracil (U) ersetzt wird. Anschließend bestimmen diese RNA-Stränge gemäß dem genetischen Code die Aminosäuresequenz innerhalb von Proteinen während eines Prozesses, der als Translation bezeichnet wird.

In eukaryontischen Zellen ist die DNA systematisch in länglichen Strukturen, sogenannten Chromosomen, angeordnet. Vor der typischen Zellteilung werden diese Chromosomen durch DNA-Replikation verdoppelt, wodurch sichergestellt wird, dass jede Tochterzelle einen vollständigen Chromosomensatz erhält. Eukaryontische Organismen, darunter Tiere, Pflanzen, Pilze und Protisten, beherbergen ihre DNA hauptsächlich im Zellkern als Kern-DNA, kleinere Mengen finden sich in Mitochondrien als mitochondriale DNA oder in Chloroplasten als Chloroplasten-DNA. Im Gegensatz dazu speichern Prokaryoten, einschließlich Bakterien und Archaeen, ihre DNA ausschließlich im Zytoplasma, typischerweise in kreisförmigen Chromosomen. Innerhalb eukaryotischer Chromosomen sind Chromatinproteine, wie z. B. Histone, für die Verdichtung und Organisation der DNA verantwortlich. Diese kompaktierten Strukturen regulieren die Wechselwirkungen zwischen DNA und anderen Proteinen und unterstützen so die Kontrolle der DNA-Transkription.

Eigenschaften

DNA ist als ausgedehntes Polymer charakterisiert, das aus sich wiederholenden Nukleotideinheiten besteht. Seine Struktur weist entlang seiner Länge dynamische Eigenschaften auf, die es ihm ermöglichen, sich zu kompakten Schleifen und verschiedenen anderen Konfigurationen aufzurollen. Bei allen Arten besteht die DNA aus zwei helikalen Ketten, die durch Wasserstoffbrückenbindungen miteinander verbunden sind. Beide Ketten sind um eine gemeinsame Achse gewickelt und haben eine gleichmäßige Teilung von 34 Ångström (3,4 nm). Das Kettenpaar hat einen Radius von 10 Å (1,0 nm). In einer alternativen Studie wurde berichtet, dass die DNA-Kette bei Messung in einer bestimmten Lösung eine Breite von 22–26 Å (2,2–2,6 nm) aufwies, wobei eine einzelne Nukleotideinheit 3,3 Å (0,33 nm) lang war. Die Auftriebsdichte für den Großteil der DNA beträgt 1,7 g/cm³.

DNA liegt typischerweise nicht als Einzelstrang, sondern als eng verbundenes Strangpaar vor. Diese beiden länglichen Stränge verflechten sich zu einer Doppelhelix. Jedes Nukleotid umfasst sowohl ein Segment des molekularen Rückgrats, das die Integrität der Kette aufrechterhält, als auch eine Nukleobase, die mit dem gegenüberliegenden DNA-Strang innerhalb der Helix interagiert. Eine kovalent an einen Zucker gebundene Nukleobase wird als Nukleosid bezeichnet, wohingegen eine an einen Zucker und eine oder mehrere Phosphatgruppen gebundene Base als Nukleotid definiert wird. Ein Biopolymer, das aus mehreren verknüpften Nukleotiden wie DNA besteht, wird als Polynukleotid bezeichnet.

Das strukturelle Rückgrat des DNA-Strangs besteht aus einer abwechselnden Abfolge von Phosphat- und Zuckereinheiten. Die spezifische Zuckerkomponente in der DNA ist 2-Desoxyribose, ein Pentosezucker (fünf Kohlenstoffatome). Diese Zuckereinheiten sind durch Phosphatgruppen miteinander verbunden, die Phosphodiesterbindungen zwischen dem dritten und fünften Kohlenstoffatom benachbarter Zuckerringe herstellen. Diese Kohlenstoffe werden herkömmlicherweise als 3′-Ende (Ende mit drei Strichen) und 5′-Ende (Ende mit fünf Strichen) bezeichnet, wobei das Strichsymbol dazu dient, sie von den Kohlenstoffatomen innerhalb der stickstoffhaltigen Base zu unterscheiden, an die Desoxyribose eine glykosidische Bindung eingeht.

Folglich ist ein typischer DNA-Strang durch zwei unterschiedliche Enden gekennzeichnet: eines trägt eine Phosphatgruppe, die kovalent an den 5′-Kohlenstoff einer Riboseeinheit gebunden ist (das sogenannte 5′-Ende). Phosphoryl) und das andere besitzt eine freie Hydroxylgruppe, die an den 3′-Kohlenstoff einer Riboseeinheit gebunden ist (bekannt als 3′-Hydroxyl). Die genaue Ausrichtung dieser 3′- und 5′-Kohlenstoffe entlang des Zucker-Phosphat-Rückgrats verleiht jedem DNA-Strang eine inhärente Richtung, die oft als Polarität bezeichnet wird. Innerhalb einer Nukleinsäure-Doppelhelix ist die Richtungsausrichtung der Nukleotide in einem Strang relativ zum anderen umgekehrt, eine Konfiguration, die als Antiparallelität bekannt ist. Die inhärente Asymmetrie der DNA-Strangtermini schreibt eine 5′- (Fünf-Primer-) und 3′-Richtung (Drei-Primer-Richtung) vor, wobei das 5′-Ende ausnahmslos eine terminale Phosphatgruppe und das 3′-Ende eine terminale Hydroxylgruppe aufweist. Ein grundlegender Unterschied zwischen DNA und RNA liegt in ihren Zuckerbestandteilen: DNA enthält 2-Desoxyribose, während RNA den analogen Pentosezucker Ribose verwendet.

Die strukturelle Integrität der DNA-Doppelhelix wird hauptsächlich durch zwei Hauptkräfte aufrechterhalten: die Bildung von Wasserstoffbrückenbindungen zwischen komplementären Nukleotiden und die stabilisierenden Basenstapelwechselwirkungen zwischen den aromatischen Nukleobasen. Die vier in der DNA vorhandenen kanonischen Stickstoffbasen sind Adenin (A), Cytosin (C), Guanin (G) und Thymin (T). Diese vier Basen sind kovalent mit dem Zucker-Phosphat-Rückgrat verbunden und bilden ein vollständiges Nukleotid, wie beispielsweise Adenosinmonophosphat. Eine spezifische komplementäre Paarung findet zwischen Adenin und Thymin sowie zwischen Guanin und Cytosin statt, wodurch A-T- bzw. G-C-Basenpaare gebildet werden.

Nucleobase-Klassifizierung

Nukleobasen werden systematisch in zwei Hauptklassen eingeteilt: Purine, insbesondere A und G, die durch kondensierte fünf- und sechsgliedrige heterozyklische Ringsysteme gekennzeichnet sind; und Pyrimidine, bestehend aus den sechsgliedrigen Ringen C und T. Eine fünfte Pyrimidin-Nukleobase, Uracil (U), ersetzt typischerweise Thymin in der RNA und unterscheidet sich strukturell von Thymin durch das Fehlen einer Methylgruppe an seinem Ring. Über ihr natürliches Vorkommen in RNA und DNA hinaus wurden zahlreiche synthetische Nukleinsäureanaloge für die Untersuchung von Nukleinsäureeigenschaften und für verschiedene biotechnologische Anwendungen entwickelt.

Nicht-kanonische Basen

Modifizierte Basen werden in der DNA beobachtet. Die erste Identifizierung einer solchen Base war 5-Methylcytosin, das 1925 im Genom von Mycobacterium tuberculosis entdeckt wurde. Das Vorhandensein dieser nicht-kanonischen Basen in bakteriellen Viren (Bakteriophagen) dient dazu, die den Bakterien innewohnenden Restriktionsenzyme zu umgehen. Dieses enzymatische System fungiert zumindest teilweise als molekularer Immunabwehrmechanismus und schützt Bakterien vor Virusinfektionen. Darüber hinaus sind Modifikationen an Cytosin und Adenin, die zu den am häufigsten veränderten DNA-Basen gehören, von entscheidender Bedeutung für die epigenetische Regulierung der Genexpression sowohl in pflanzlichen als auch in tierischen Organismen.

Eine Vielzahl nicht-kanonischer Basen wird als Bestandteile der DNA erkannt. Die meisten davon stellen strukturelle Modifikationen der standardmäßigen kanonischen Basen dar und enthalten zusätzlich Uracil.

• Modifiziertes Adenin
• N6-Carbamoylmethyladenin

Uracil

Das DNA-Rückgrat besteht aus zwei helikalen Strängen. Zwischen diesen Strängen sind Zwischenräume oder Rillen verstreut, die ebenfalls einer Doppelhelixbahn folgen. Diese Hohlräume befinden sich neben den Basenpaaren und können als potenzielle Bindungsstellen dienen. Durch die asymmetrische Anordnung der Litzen entstehen Rillen mit unterschiedlichen Abmessungen. Konkret misst die große Furche eine Breite von 22 Å (2,2 nm), während die kleine Furche 12 Å (1,2 nm) breit ist. Durch die größere Breite der großen Nut sind die Basiskanten im Vergleich zu denen innerhalb der kleinen Nut besser zugänglich. Folglich interagieren Proteine ​​wie Transkriptionsfaktoren, die auf bestimmte Sequenzen in doppelsträngiger DNA abzielen, typischerweise mit den Basenseiten, die in der großen Furche präsentiert werden. Während sich diese Konfiguration bei atypischen DNA-Konformationen innerhalb von Zellen unterscheiden kann , behalten die großen und kleinen Furchen durchgehend ihre Bezeichnungen bei, was die Breitenunterschiede widerspiegelt, die beobachtet werden, wenn die DNA in ihre Standard-B-Form zurückkehrt.

Basispaarung

Innerhalb einer DNA-Doppelhelix bildet jede Nukleobase auf einem Strang eine Bindung ausschließlich mit einem bestimmten Nukleobasetyp auf dem gegenüberliegenden Strang. Dieses Phänomen wird als komplementäre Basenpaarung bezeichnet. Purine bilden Wasserstoffbrückenbindungen mit Pyrimidinen; Insbesondere verbindet sich Adenin ausschließlich über zwei Wasserstoffbrückenbindungen mit Thymin, während Cytosin ausschließlich über drei Wasserstoffbrückenbindungen an Guanin bindet. Diese spezielle Konfiguration, bei der zwei Nukleotide über die Doppelhelix (die Ringe mit sechs Kohlenstoffatomen verbindet) verbunden sind, wird als Watson-Crick-Basenpaar bezeichnet. DNA, die sich durch einen hohen Guanin-Cytosin (GC)-Gehalt auszeichnet, weist im Vergleich zu DNA mit einem niedrigen GC-Gehalt eine höhere Stabilität auf. Ein Hoogsteen-Basenpaar, das eine Wasserstoffbindung zwischen einem Ring mit sechs Kohlenstoffatomen und einem Ring mit fünf Kohlenstoffatomen beinhaltet, stellt einen seltenen alternativen Basenpaarungsmodus dar. Da Wasserstoffbrückenbindungen nicht kovalent sind, können sie vergleichsweise leicht dissoziiert und neu gebildet werden. Dadurch können die beiden DNA-Stränge innerhalb einer Doppelhelix ähnlich einem Reißverschluss durch mechanische Krafteinwirkung oder erhöhte Temperatur getrennt werden. Diese Komplementarität stellt sicher, dass alle genetischen Informationen innerhalb der doppelsträngigen Sequenz einer DNA-Helix auf jedem Strang repliziert werden, ein für die DNA-Replikation grundlegender Prozess. Die reversible und spezifische Natur dieser komplementären Basenpaarwechselwirkungen ist für alle DNA-Funktionen in lebenden Organismen von größter Bedeutung.

Einzelsträngige DNA (ssDNA) versus doppelsträngige DNA (dsDNA)

Die meisten DNA-Moleküle bestehen aus zwei spiralförmig miteinander verflochtenen Polymersträngen, die durch nichtkovalente Bindungen zusammengehalten werden. Diese doppelsträngige (dsDNA) Konfiguration wird hauptsächlich durch Basenstapelwechselwirkungen innerhalb des Strangs aufrechterhalten, die für G,C-Stapel am robustesten sind. Diese beiden Stränge können dissoziieren, ein Vorgang, der als Schmelzen bezeichnet wird, was zur Bildung von zwei einzelsträngigen DNA-Molekülen (ssDNA) führt. Das Schmelzen wird durch hohe Temperaturen, niedrige Salzkonzentrationen und erhöhte pH-Werte induziert (obwohl ein niedriger pH-Wert auch DNA denaturieren kann, wird er aufgrund der Instabilität der DNA durch Säuredepurinierung selten eingesetzt).

Die Stabilität der dsDNA-Konfiguration hängt nicht nur von ihrem GC-Gehalt (dem Prozentsatz der G,C-Basenpaare) ab, sondern auch von ihrer spezifischen Sequenz, da Stapelwechselwirkungen sequenzabhängig sind, und ihrer Länge, da längere Moleküle eine größere Stabilität aufweisen. Stabilität kann durch verschiedene Methoden quantifiziert werden; Ein gängiger Ansatz besteht in der Bestimmung der Schmelztemperatur (auch als T_m-Wert bezeichnet), die die Temperatur darstellt, bei der die Hälfte der doppelsträngigen Moleküle in einzelsträngige Moleküle übergeht. Diese Schmelztemperatur wird sowohl von der Ionenstärke als auch von der DNA-Konzentration beeinflusst. Folglich wird die Stärke der Assoziation zwischen den beiden DNA-Strängen innerhalb einer Doppelhelix sowohl vom Prozentsatz der GC-Basenpaare als auch von der Gesamtlänge der Helix bestimmt. Längere DNA-Helices mit einem hohen GC-Gehalt weisen robustere Strangwechselwirkungen auf, während kürzere Helices mit hohem AT-Gehalt schwächere Wechselwirkungen aufweisen. Biologisch gesehen weisen Bereiche der DNA-Doppelhelix, die eine einfache Trennung erfordern, wie die TATAAT Pribnow-Box, die in bestimmten Promotoren zu finden ist, typischerweise einen hohen AT-Gehalt auf, wodurch die Strangdissoziation erleichtert wird.

Experimentell kann die Wechselwirkungsstärke quantifiziert werden, indem die Schmelztemperatur T_m ermittelt wird, die erforderlich ist, um die Hälfte der Wasserstoffbrückenbindungen aufzubrechen. Nach dem vollständigen Schmelzen aller Basenpaare innerhalb einer DNA-Doppelhelix dissoziieren die Stränge und verbleiben in Lösung als zwei unterschiedliche, unabhängige Moleküle. Während diesen einzelsträngigen DNA-Molekülen eine singuläre, universelle Konformation fehlt, weisen bestimmte Konfigurationen eine größere Stabilität auf als andere.

Menge

Beim Menschen umfasst das gesamte weibliche diploide Kerngenom pro Zelle 6,37 Gigabasenpaare (Gbp), ist 208,23 cm lang und wiegt 6,51 Pikogramm (pg). Für Männer liegen die entsprechenden Zahlen bei 6,27 Gbp, 205,00 cm und 6,41 pg. Einzelne DNA-Polymere, wie sie beispielsweise auf Chromosom 1 vorkommen, können Hunderte Millionen Nukleotide umfassen. Als größtes menschliches Chromosom enthält Chromosom 1 etwa 220 Millionen Basenpaare und würde bei vollständiger Begradigung eine Länge von etwa 85 mm erreichen.

In Eukaryoten besitzen Zellen zusätzlich zur Kern-DNA auch mitochondriale DNA (mtDNA), die spezifische Proteine ​​kodiert, die für die Funktion der Mitochondrien essentiell sind. Mitochondriale DNA ist typischerweise erheblich kleiner als ihr nukleares Gegenstück. Beispielsweise liegt menschliche mitochondriale DNA als geschlossene kreisförmige Moleküle vor, die jeweils 16.569 Basenpaare umfassen und typischerweise einen vollständigen Satz mitochondrialer Gene enthalten. Im Durchschnitt beherbergt jedes menschliche Mitochondrium etwa fünf solcher mtDNA-Moleküle. Wenn man davon ausgeht, dass jede menschliche Zelle etwa 100 Mitochondrien enthält, beträgt die Gesamtzahl der mtDNA-Moleküle pro Zelle etwa 500. Dennoch variiert die Häufigkeit der Mitochondrien erheblich zwischen den Zelltypen; Eine Eizelle kann beispielsweise 100.000 Mitochondrien beherbergen, was bis zu 1.500.000 Kopien des mitochondrialen Genoms entspricht, die bis zu 90 % der gesamten DNA der Zelle ausmachen können.

Sense- und Antisense-Stränge

Eine DNA-Sequenz wird als „Sense“ bezeichnet, wenn ihre Sequenz der des Messenger-RNA-Transkripts (mRNA) entspricht, das für die Proteintranslation bestimmt ist. Umgekehrt wird die komplementäre Sequenz am Gegenstrang als „Antisense“ bezeichnet. Es ist möglich, dass sowohl Sense- als auch Antisense-Sequenzen auf unterschiedlichen Segmenten desselben DNA-Strangs vorhanden sind, was bedeutet, dass beide Stränge Regionen beider Typen beherbergen können. Während Antisense-RNA-Sequenzen sowohl in prokaryotischen als auch in eukaryotischen Organismen erzeugt werden, sind ihre genauen Funktionen noch nicht vollständig geklärt. Eine prominente Hypothese legt nahe, dass Antisense-RNAs an der Genexpressionsregulation über RNA-RNA-Basenpaarungsinteraktionen beteiligt sind.

Die Unterscheidung zwischen Sense- und Antisense-Strängen wird in bestimmten DNA-Sequenzen, die in Prokaryoten und Eukaryoten vorkommen, weniger klar definiert und häufiger in Plasmiden und Viren, da überlappende Gene vorhanden sind. In solchen Fällen erfüllen DNA-Sequenzen eine Doppelfunktion: Sie kodieren ein Protein, wenn sie von einem Strang transkribiert werden, und ein bestimmtes Protein, wenn sie vom komplementären Strang in umgekehrter Richtung transkribiert werden. Bei Bakterien könnte diese genomische Überlappung zur Regulierung der Gentranskription beitragen, während bei Viren überlappende Gene dazu dienen, den Informationsgehalt in ihren kompakten Genomen zu maximieren.

DNA-Supercoiling

DNA kann einen Prozess namens Supercoiling durchlaufen, bei dem sie sich ähnlich wie ein Seil verdreht. In seiner entspannten Konformation vollzieht ein DNA-Strang typischerweise etwa alle 10,4 Basenpaare eine Umdrehung um die Doppelhelix-Achse. Wenn die DNA jedoch verdreht wird, werden die Stränge entweder enger oder lockerer gewickelt. Das Verdrehen der DNA in die gleiche Richtung wie die helikale Windung führt zu einer positiven Superspiralisierung, die die Stabilität der Basenpaarung erhöht. Umgekehrt führt eine Drehung in die entgegengesetzte Richtung zu einer negativen Superspiralisierung, was die Trennung von Basenpaaren erleichtert. Natürlich vorkommende DNA weist überwiegend eine leicht negative Superspiralisierung auf, ein Zustand, der durch Enzyme, sogenannte Topoisomerasen, induziert wird. Diese Enzyme sind auch entscheidend für die Linderung der Torsionsspannungen, die in DNA-Strängen während wesentlicher zellulärer Prozesse wie Transkription und DNA-Replikation entstehen.

Alternative DNA-Konformationen

DNA kann zahlreiche Konformationen annehmen, einschließlich der A-DNA-, B-DNA- und Z-DNA-Form. In lebenden Organismen wurden jedoch nur B-DNA und Z-DNA direkt beobachtet. Die spezifische Konformation, die die DNA annimmt, wird von mehreren Faktoren beeinflusst, darunter dem Hydratationsgrad, der DNA-Sequenz selbst, dem Grad und der Ausrichtung der Superspirale, chemischen Modifikationen der Basen, der Art und Konzentration der Metallionen und dem Vorhandensein von Polyaminen in der umgebenden Lösung.

Erste veröffentlichte Berichte über A-DNA- und B-DNA-Röntgenbeugungsmuster stützten sich auf Analysen unter Verwendung von Patterson-Funktionen, die begrenzte strukturelle Erkenntnisse für orientierte DNA-Fasern lieferten. Im Jahr 1953 schlugen Wilkins et al. eine alternative Analyse für die in vivo B-DNA-Röntgenbeugungs-Streumuster vor, die aus stark hydratisierten DNA-Fasern erhalten wurden, und interpretierten sie mithilfe von Quadraten der Bessel-Funktionen. Gleichzeitig präsentierten James Watson und Francis Crick in derselben Veröffentlichung ihre molekulare Modellierungsanalyse der DNA-Röntgenbeugungsmuster, die sie dazu veranlasste, die Doppelhelixstruktur vorzuschlagen.

Obwohl die B-DNA-Form unter physiologischen Zellbedingungen vorherrscht, handelt es sich nicht um eine einzelne, genau definierte Konformation, sondern vielmehr um eine Familie analoger DNA-Strukturen, die in stark hydratisierten Zellumgebungen entstehen. Röntgenbeugungs- und Streuungsanalysen zeigen Muster, die auf molekulare Parakristalle hinweisen, die eine erhebliche strukturelle Unordnung aufweisen.

Im Gegensatz zur B-DNA präsentiert sich die A-DNA-Konformation als breitere rechtsdrehende Helix, die durch eine flache, breite kleine Furche und eine engere, tiefere große Furche gekennzeichnet ist. Während sich die A-Form typischerweise unter unphysiologischen Bedingungen in teilweise dehydrierten DNA-Proben manifestiert, kann ihr Vorhandensein in Zellen in hybriden DNA-RNA-Paarungen und in Enzym-DNA-Komplexen auftreten. DNA-Segmente mit chemisch veränderten Basen, beispielsweise durch Methylierung, können eine stärkere Konformationsverschiebung erfahren, die zur Annahme der Z-Form führt. In dieser Konfiguration winden sich die Stränge in einer linksdrehenden Spirale um die Helixachse, was im Gegensatz zur rechtsdrehenden Drehung steht, die in der vorherrschenden B-Form beobachtet wird. Solche atypischen Strukturen sind durch spezialisierte Z-DNA-Bindungsproteine identifizierbar und möglicherweise an Transkriptionsregulationsprozessen beteiligt.

Nicht-kanonische DNA-Chemie

Exobiologen haben seit langem die Existenz einer „Schattenbiosphäre“ vermutet und postulieren ein terrestrisches mikrobielles Ökosystem, das biochemische und molekulare Mechanismen nutzt, die sich grundlegend von denen bekannter Lebensformen unterscheiden. Zu diesen Vorschlägen gehörte das Konzept, dass Organismen Arsen als Ersatz für Phosphor in ihrer DNA verwenden. Im Jahr 2010 deutete ein Bericht auf diese Möglichkeit beim Bakterium GFAJ-1 hin; Spätere Untersuchungen widersprachen diesen Erkenntnissen jedoch und deuteten darauf hin, dass das Bakterium den Arseneinbau in sein DNA-Rückgrat und andere Biomoleküle aktiv hemmt.

Quadruplex-Strukturen

Spezialisierte DNA-Regionen, Telomere genannt, befinden sich an den Enden linearer Chromosomen. Ihre Hauptaufgabe besteht darin, die zelluläre Replikation von Chromosomenenden über das Enzym Telomerase zu ermöglichen, da herkömmliche DNA-Replikationsenzyme nicht in der Lage sind, die äußersten 3′-Termini von Chromosomen zu duplizieren. Darüber hinaus schützen diese charakteristischen Chromosomenkappen DNA-Enden und verhindern, dass zelluläre DNA-Reparaturmechanismen sie als korrekturbedürftigen Schaden fehlinterpretieren. Menschliche Telomere bestehen typischerweise aus einzelsträngigen DNA-Segmenten, die mehrere tausend Wiederholungen der konservierten TTAGGG-Sequenz umfassen.

Diese Guanin-reichen Sequenzen können zur Stabilisierung der Chromosomenenden beitragen, indem sie sich zu gestapelten Anordnungen von Vier-Basen-Einheiten zusammenfügen, was von der herkömmlichen Basenpaarung abweicht, die in anderen DNA-Molekülen beobachtet wird. Konkret verschmelzen vier Guaninbasen zu einer planaren Struktur, die als Guanintetrade bekannt ist. Diese planaren Vier-Basen-Einheiten werden anschließend koaxial gestapelt und erzeugen so eine stabile G-Quadruplex-Architektur. Die Stabilisierung dieser Strukturen wird durch Wasserstoffbrückenbindungen zwischen den Basenkanten und die Chelatbildung eines Metallions erreicht, das zentral in jeder Vierbaseneinheit positioniert ist. Es sind auch alternative Konfigurationen möglich, bei denen das zentrale Basenquartett entweder aus einem in sich selbst gefalteten Einzelstrang oder aus mehreren unterschiedlichen parallelen Strängen stammt, von denen jeder eine Base zur Kernstruktur beiträgt.

Über diese gestapelten Konfigurationen hinaus erzeugen Telomere auch erhebliche Schleifenarchitekturen, die als Telomerschleifen oder T-Schleifen bezeichnet werden. Innerhalb dieser Schleifen windet sich die einzelsträngige DNA zu einer ausgedehnten kreisförmigen Formation, die durch Telomer-bindende Proteine ​​aufrechterhalten wird. Am distalen Ende der T-Schleife verbindet sich die einzelsträngige telomere DNA mit einer doppelsträngigen DNA-Region, was dadurch erreicht wird, dass der Telomerstrang in die Doppelhelix eindringt und diese zerstört und anschließend eine Basenpaarung mit einem der beiden vorhandenen Stränge eingeht. Diese resultierende dreisträngige Einheit wird als Verdrängungsschleife oder D-Schleife bezeichnet.

Verzweigte DNA

DNA-Ausfransen manifestiert sich, wenn nichtkomplementäre Segmente am Ende eines ansonsten komplementären doppelsträngigen DNA-Moleküls vorhanden sind. Umgekehrt kann sich durch die Einführung eines dritten DNA-Strangs verzweigte DNA bilden, der zusammenhängende Regionen besitzt, die mit den ausgefransten Segmenten der bereits vorhandenen Doppelhelix hybridisieren können. Während das einfachste Beispiel verzweigter DNA lediglich drei DNA-Stränge umfasst, sind auch kompliziertere Komplexe mit zusätzlichen Strängen und mehreren Verzweigungspunkten möglich. Verzweigte DNA findet in der Nanotechnologie Anwendung zur Herstellung geometrischer Strukturen.

Künstliche Basen

Mehrere synthetische Nukleobasen wurden erfolgreich erstellt und in ein achtbasiges DNA-Analogon namens Hachimoji-DNA integriert. Diese mit S, B, P und Z bezeichneten synthetischen Basen zeigen eine vorhersagbare Paarung (S–B und P–Z), bewahren die DNA-Doppelhelixkonformation und sind für die Transkription in RNA zugänglich. Das Vorhandensein dieser künstlichen Basen lässt darauf schließen, dass die vier natürlichen Nukleobasen, die sich auf der Erde entwickelt haben, möglicherweise keine einzigartigen inhärenten Eigenschaften besitzen. Umgekehrt ist DNA eng mit RNA verbunden, die nicht nur als DNA-Transkript, sondern auch als molekulare Maschine fungiert, die zahlreiche zelluläre Prozesse ausführt. Um diese Rolle zu erfüllen, muss die RNA bestimmte Faltstrukturen annehmen. Untersuchungen zeigen, dass mindestens vier Basen erforderlich sind, damit die RNA alle potenziellen Strukturen bilden kann. Eine größere Anzahl wäre zwar möglich, würde aber dem biologischen Prinzip der Sparsamkeit widersprechen.

Säuregehalt

Die Phosphatgruppen in der DNA verleihen der Phosphorsäure ähnliche saure Eigenschaften und klassifizieren die DNA als starke Säure. Bei einem typischen zellulären pH-Wert erfährt die DNA eine vollständige Ionisierung, wobei Protonen freigesetzt werden und dadurch ihren Phosphatgruppen negative Ladungen verliehen werden. Diese negativen Ladungen schützen die DNA vor hydrolytischem Abbau, indem sie Nukleophile abstoßen, die andernfalls eine Hydrolyse auslösen könnten.

Makroskopische Erscheinung

Bei der Extraktion aus Zellen manifestiert sich reine DNA als weiße, faserige Aggregate.

Chemische Modifikationen und DNA-Verpackungsänderungen

Basismodifikationen und DNA-Verpackung

Genexpression wird durch die Organisationsstruktur der DNA innerhalb der Chromosomen, bekannt als Chromatin, moduliert. Basenmodifikationen tragen zu dieser Verpackung bei, wobei Bereiche, die eine minimale oder fehlende Genexpression aufweisen, typischerweise durch einen erhöhten Grad an Cytosin-Methylierung gekennzeichnet sind. Die Verpackung der DNA und ihr Einfluss auf die Genexpression können auch durch kovalente Modifikationen am Histonproteinkern entstehen, um den sich die DNA im Chromatin windet, oder durch Umbauprozesse, die durch Chromatin-Remodellierungskomplexe ausgeführt werden. Darüber hinaus besteht eine wechselseitige Wechselwirkung zwischen DNA-Methylierung und Histonmodifikation, die deren koordinierten Einfluss auf die Chromatinstruktur und Genexpression ermöglicht.

Zum Beispiel ergibt die Methylierung von Cytosin 5-Methylcytosin, einen entscheidenden Faktor bei der X-Inaktivierung von Chromosomen. Der mittlere Methylierungsgrad ist je nach Organismus unterschiedlich; Beispielsweise weist der Fadenwurm Caenorhabditis elegans keine Cytosin-Methylierung auf, während Wirbeltiere höhere Werte aufweisen und bis zu 1 % ihrer DNA aus 5-Methylcytosin bestehen. Ungeachtet seiner Bedeutung kann 5-Methylcytosin einer Desaminierung unterliegen, wodurch eine Thyminbase entsteht, die methylierte Cytosine besonders anfällig für Mutationen macht. Weitere Basenmodifikationen umfassen die Adeninmethylierung in Bakterien, das Vorkommen von 5-Hydroxymethylcytosin im Nervengewebe und die Glykosylierung von Uracil zur Bildung der „J-Base“ in Kinetoplastiden.

DNA-Schaden

DNA ist anfällig für Schäden durch verschiedene Mutagene, die Veränderungen in ihrer Sequenz hervorrufen. Mutagene Wirkstoffe umfassen oxidierende Verbindungen, alkylierende Substanzen und energiereiche elektromagnetische Strahlung, einschließlich ultraviolettem Licht und Röntgenstrahlen. Die konkrete Form des entstehenden DNA-Schadens hängt von der Art des Mutagens ab. Beispielsweise kann ultraviolettes Licht DNA-Schäden verursachen, indem es Thymin-Dimere erzeugt, bei denen es sich um kovalente Vernetzungen zwischen benachbarten Pyrimidinbasen handelt. Umgekehrt verursachen Oxidationsmittel wie freie Radikale oder Wasserstoffperoxid vielfältige Schäden, wie z. B. Basenveränderungen, insbesondere bei Guanosin, und Doppelstrangbrüche. Eine durchschnittliche menschliche Zelle enthält typischerweise etwa 150.000 Basen, die oxidativ geschädigt wurden. Unter diesen oxidativen Läsionen gelten Doppelstrangbrüche als die gefährlichsten, da sie schwierig zu reparieren sind und möglicherweise Punktmutationen, Insertionen, Deletionen innerhalb der DNA-Sequenz und chromosomale Translokationen verursachen. Solche Mutationen sind an der Krebsentstehung beteiligt. Aufgrund intrinsischer Einschränkungen der DNA-Reparaturmechanismen würden letztendlich alle Menschen an Krebs erkranken, wenn ihre Lebensspanne ausreichend verlängert würde. Auch natürlich vorkommende DNA-Schäden, die durch normale zelluläre Prozesse entstehen, die reaktive Sauerstoffspezies und die hydrolytische Aktivität von Zellwasser erzeugen, treten häufig auf. Während die meisten dieser Schäden repariert werden, können einige DNA-Schäden trotz der Wirkung von Reparaturmechanismen in jeder Zelle bestehen bleiben. Diese anhaltenden DNA-Schäden häufen sich mit zunehmendem Alter in postmitotischen Geweben von Säugetieren. Diese Anhäufung wird als wesentlicher Faktor für den Alterungsprozess angesehen.

Zahlreiche mutagene Wirkstoffe sind in der Lage, sich in den Zwischenraum zwischen benachbarten Basenpaaren einzuschleusen, ein Vorgang, der als Interkalation bezeichnet wird. Die meisten interkalierenden Verbindungen zeichnen sich durch ihre aromatischen und planaren Molekülstrukturen aus, wobei bemerkenswerte Beispiele Ethidiumbromid, Acridine, Daunomycin und Doxorubicin umfassen. Eine erfolgreiche Interkalation erfordert die Trennung von Basenpaaren, was anschließend durch die Entwindung der Doppelhelix zu einer Verzerrung der DNA-Stränge führt. Diese strukturelle Veränderung behindert sowohl Transkriptions- als auch DNA-Replikationsprozesse und führt zu Zelltoxizität und der Induktion von Mutationen. Folglich können DNA-Interkalatoren als Karzinogene und in bestimmten Fällen, wie etwa bei Thalidomid, als Teratogene wirken. Umgekehrt erzeugen bestimmte Substanzen wie Benzo[a]pyrendiolepoxid und Aflatoxin DNA-Addukte, die für die Auslösung von Replikationsfehlern verantwortlich sind. Trotz ihrer schädlichen Wirkung wird die Fähigkeit ähnlicher Toxine, die DNA-Transkription und -Replikation zu hemmen, in der Chemotherapie therapeutisch genutzt, um die Proliferation sich schnell teilender Krebszellen zu unterdrücken.

Biologische Funktionen

Desoxyribonukleinsäure (DNA) manifestiert sich typischerweise als lineare Chromosomen in eukaryotischen Organismen und als zirkuläre Chromosomen in prokaryotischen Zellen. Der vollständige Chromosomensatz innerhalb einer Zelle bildet ihr Genom; Beispielsweise umfasst das menschliche Genom etwa 3 Milliarden DNA-Basenpaare, die in 46 verschiedenen Chromosomen organisiert sind. Die in der DNA kodierte genetische Information liegt in der spezifischen Sequenz von Segmenten vor, die als Gene bezeichnet werden. Die genaue Übertragung dieser in den Genen enthaltenen genetischen Informationen wird durch das Prinzip der komplementären Basenpaarung erleichtert. Während der Transkription beispielsweise, wenn eine Zelle auf die Informationen in einem Gen zugreift, wird die DNA-Sequenz in eine komplementäre RNA-Sequenz transkribiert, ein Prozess, der durch die spezifische Anziehung zwischen DNA-Basen und ihren entsprechenden RNA-Nukleotiden gesteuert wird. Anschließend wird dieses RNA-Transkript typischerweise verwendet, um eine entsprechende Proteinsequenz durch einen als Translation bezeichneten Prozess zu synthetisieren, der ebenfalls auf spezifischen Wechselwirkungen zwischen RNA-Nukleotiden beruht. Alternativ kann eine Zelle ihre gesamte genetische Information durch einen Mechanismus duplizieren, der als DNA-Replikation bekannt ist. Während die komplizierten Besonderheiten dieser Funktionen an anderer Stelle erläutert werden, konzentriert sich die vorliegende Diskussion auf die molekularen Wechselwirkungen zwischen DNA und anderen zellulären Komponenten, die die genomische Aktivität steuern.

Genome

Genomische DNA durchläuft einen hochorganisierten und kompakten Verpackungsprozess, der als DNA-Kondensation bekannt ist und es ihr ermöglicht, das begrenzte Zellvolumen einzunehmen. In eukaryotischen Zellen ist die DNA hauptsächlich im Zellkern lokalisiert, kleinere Mengen sind auch in Mitochondrien und Chloroplasten vorhanden. Umgekehrt ist die DNA in prokaryotischen Organismen in einer unregelmäßig geformten zytoplasmatischen Region enthalten, die als Nukleoid bezeichnet wird.

Die funktionelle genetische Information innerhalb eines Genoms ist über Gene, regulatorische Sequenzen, Replikationsursprünge, Zentromere, Telomere und spezifische Segmente verteilt, die für die Etablierung der dreidimensionalen Architektur des Chromatins entscheidend sind. In zahlreichen komplexen eukaryotischen Organismen ist nur ein kleiner Teil der gesamten Genomsequenz diesen vielfältigen Funktionselementen gewidmet. Beispielsweise besitzen beim Menschen weniger als 10 % des Genoms eine klar definierte funktionelle Rolle, während die restlichen 90 % oft als nicht-kodierende oder „Junk“-DNA bezeichnet werden.

Transkription und Übersetzung

Ein Gen ist definiert als eine spezifische DNA-Sequenz, die genetische Informationen enthält, die den Phänotyp eines Organismus beeinflussen können. Innerhalb der Grenzen eines Gens bestimmt die genaue Anordnung der Basen entlang eines DNA-Strangs die Sequenz eines Messenger-RNA-Moleküls (mRNA), das anschließend eine oder mehrere Proteinsequenzen spezifiziert. Die komplexe Korrelation zwischen den Nukleotidsequenzen von Genen und den Aminosäuresequenzen von Proteinen wird durch die Prinzipien der Übersetzung bestimmt, die zusammenfassend als genetischer Code bezeichnet werden. Dieser genetische Code besteht aus dreibuchstabigen „Wörtern“, die als Codons bezeichnet werden und jeweils aus einer spezifischen Sequenz von drei Nukleotiden bestehen (z. B. ACT, CAG, TTT).

Während der Transkription werden die in einem Gen vorhandenen Codons durch das Enzym RNA-Polymerase genau in Messenger-RNA transkribiert. Anschließend wird dieses RNA-Transkript von einem Ribosom übersetzt, das die RNA-Sequenz durch komplementäre Basenpaarung zwischen den Boten-RNA- und Transfer-RNA-Molekülen interpretiert, die jeweils eine bestimmte Aminosäure tragen. Angesichts der vier unterschiedlichen Basen und ihrer Anordnung in Drei-Buchstaben-Kombinationen sind insgesamt 64 einzigartige Codons möglich (4³ Kombinationen). Diese Codons spezifizieren zusammen die zwanzig Standardaminosäuren, was zu einer Degeneration führt, bei der die meisten Aminosäuren von mehr als einem Codon codiert werden. Darüber hinaus signalisieren drei spezifische „Stopp“- oder „Nonsense“-Codons (TAG, TAA und TGA in DNA; UAG, UAA und UGA in mRNA) die Beendigung der kodierenden Region.

Replikation

Die Zellteilung ist für das Wachstum des Organismus von grundlegender Bedeutung. Während der Zellteilung muss die DNA des Genoms jedoch genau repliziert werden, um sicherzustellen, dass Tochterzellen identische genetische Informationen von den Eltern erben. Die doppelhelikale Konfiguration der DNA ermöglicht einen unkomplizierten Mechanismus für ihre Replikation. Dieser Prozess beinhaltet die Trennung der beiden Stränge, gefolgt von der enzymatischen Synthese einer komplementären DNA-Sequenz für jeden Strang, katalysiert durch DNA-Polymerase. Die DNA-Polymerase konstruiert den neuen Strang, indem sie die entsprechende komplementäre Base identifiziert und kovalent mit dem ursprünglichen Matrizenstrang verknüpft. Da DNA-Polymerasen einen DNA-Strang nur in der 5′- nach 3′-Richtung verlängern können, werden unterschiedliche Mechanismen eingesetzt, um die antiparallelen Stränge der Doppelhelix zu replizieren. Folglich bestimmt die Nukleotidsequenz des Matrizenstrangs die Sequenz des neu synthetisierten Strangs, was zu einer präzisen Vervielfältigung der zellulären DNA führt.

Extrazelluläre Nukleinsäuren

Extrazelluläre DNA (eDNA), die überwiegend durch Zelltod freigesetzt wird, ist in verschiedenen Umgebungen weit verbreitet. Konzentrationen können bis zu 2 μg/L im Boden und 88 μg/L in natürlichen Gewässersystemen erreichen. Der eDNA wurden mehrere potenzielle Funktionen zugeschrieben, darunter ihre Beteiligung am horizontalen Gentransfer, ihre Rolle als Nährstoffquelle und ihre Fähigkeit, als Puffer für die Rekrutierung oder Titration von Ionen oder Antibiotika zu dienen. Darüber hinaus fungiert eDNA als entscheidender Bestandteil der extrazellulären Matrix in den Biofilmen zahlreicher Bakterienarten. Zu seinen Aufgaben in Biofilmen gehört es, als Erkennungsfaktor zu fungieren, um die Anlagerung und Ausbreitung spezifischer Zelltypen zu modulieren, zur strukturellen Integrität des Biofilms beizutragen und die Widerstandsfähigkeit gegenüber biologischen Stressfaktoren zu erhöhen.

Zellfreie fötale DNA, die im mütterlichen Blut vorhanden ist, kann sequenziert werden, um wesentliche Informationen über den sich entwickelnden Fötus zu liefern.

Die als Umwelt-DNA bezeichnete eDNA hat in den Naturwissenschaften als wertvolles Erhebungsinstrument für ökologische Studien an Bedeutung gewonnen und erleichtert die Überwachung der Artenbewegung und Präsenz in Wasser-, Luft- und Landumgebungen sowie die Bewertung der regionalen Artenvielfalt.

Interaktionen mit Proteinen

Die vielfältigen Funktionen der DNA hängen grundsätzlich von ihren Interaktionen mit Proteinen ab. Diese Protein-DNA-Wechselwirkungen können entweder unspezifisch oder sequenzspezifisch sein. Unter den Enzymen, die an DNA binden, sind Polymerasen von größter Bedeutung, die für die Replikation der DNA-Basensequenz während der Transkription und DNA-Replikation verantwortlich sind.

DNA-bindende Proteine

Strukturproteine, die mit DNA assoziieren, sind prominente Beispiele für unspezifische DNA-Protein-Wechselwirkungen. Innerhalb der Chromosomen ist die DNA in Komplexen mit verschiedenen Strukturproteinen organisiert. Diese Proteine ​​erleichtern die Verdichtung der DNA zu einer Struktur, die als Chromatin bekannt ist. In eukaryontischen Zellen beinhaltet diese Organisation die DNA-Bindung an einen Komplex kleiner, basischer Proteine, sogenannte Histone, während prokaryontische Zellen mehrere Proteintypen für ähnliche strukturelle Rollen nutzen. Histone bilden einen scheibenförmigen Komplex, das Nukleosom, um das sich zwei vollständige Windungen doppelsträngiger DNA wickeln. Diese unspezifischen Wechselwirkungen entstehen dadurch, dass die basischen Reste innerhalb der Histone ionische Bindungen mit dem sauren Zucker-Phosphat-Rückgrat der DNA eingehen, wodurch sie nur eine minimale Abhängigkeit von der spezifischen Basensequenz aufweisen. Posttranslationale Modifikationen dieser basischen Aminosäurereste wie Methylierung, Phosphorylierung und Acetylierung sind häufig. Solche Modifikationen modulieren die Affinität zwischen DNA und Histonen und beeinflussen somit die Zugänglichkeit der DNA für Transkriptionsfaktoren und verändern die Transkriptionsraten. Zu den weiteren unspezifischen DNA-bindenden Proteinen im Chromatin gehören High-Mobility-Group-Proteine ​​(HMG), die bevorzugt an gebogene oder verzerrte DNA-Konformationen binden. HMG-Proteine ​​spielen eine entscheidende Rolle bei der Induktion von Biegungen in Nukleosomen-Arrays und der Erleichterung ihrer Organisation in chromosomale Strukturen höherer Ordnung.

Eine besondere Kategorie von DNA-bindenden Proteinen umfasst solche, die spezifisch mit einzelsträngiger DNA interagieren. Beim Menschen ist das Replikationsprotein A (RPA) das am umfassendsten charakterisierte Mitglied dieser Familie und beteiligt sich an Prozessen, die das Abwickeln von Doppelhelixen beinhalten, wie z. B. DNA-Replikation, Rekombination und Reparatur. Diese Proteine scheinen einzelsträngige DNA zu stabilisieren, indem sie die Bildung von Sekundärstrukturen wie Stammschleifen verhindern und sie vor Nuklease-vermitteltem Abbau schützen.

Umgekehrt haben bestimmte Proteine die Fähigkeit entwickelt, spezifisch mit bestimmten DNA-Sequenzen zu interagieren. Unter diesen stellen Transkriptionsfaktoren, also Proteine, die die Gentranskription steuern, die am umfassendsten untersuchte Kategorie dar. Jeder Transkriptionsfaktor weist eine Spezifität für einen einzigartigen Satz von DNA-Sequenzen auf und aktiviert oder unterdrückt dadurch die Transkription von Genen, die diese Sequenzen in der Nähe ihrer Promotorregionen besitzen. Diese Regulierungsfunktion wird durch zwei Hauptmechanismen erreicht. Zunächst können sie direkt oder indirekt über Zwischenproteine ​​mit der RNA-Polymerase, dem für die Transkription verantwortlichen Enzym, assoziieren. Diese Interaktion positioniert die Polymerase am Promotor und erleichtert so die Initiierung der Transkription. Alternativ können Transkriptionsfaktoren mit Enzymen interagieren, die Modifikationen an Histone am Promotor induzieren. Solche Modifikationen verändern folglich die Zugänglichkeit der DNA-Matrize für die Polymerasebindung.

Angesichts der Tatsache, dass diese DNA-Zielsequenzen über das gesamte Genom eines Organismus verteilt sind, können Veränderungen in der Aktivität eines einzelnen Transkriptionsfaktortyps weitreichende Auswirkungen auf zahlreiche Gene haben. Folglich dienen diese Proteine ​​häufig als Brennpunkte für Signaltransduktionswege, die zelluläre Reaktionen auf Umweltreize, Differenzierung und Entwicklungsprozesse steuern. Die genaue Spezifität der Wechselwirkungen zwischen Transkriptionsfaktor und DNA ergibt sich daraus, dass die Proteine ​​mehrere Kontakte mit den freiliegenden Kanten von DNA-Basen herstellen und so die zugrunde liegende DNA-Sequenz erkennen können. Ein Großteil dieser basenspezifischen Wechselwirkungen findet innerhalb der großen Furche statt, einer Region, die durch eine verbesserte Zugänglichkeit der DNA-Basen gekennzeichnet ist.

DNA-modifizierende Enzyme

Nukleasen und Ligasen

Nukleasen sind eine Klasse von Enzymen, die DNA-Stränge durch katalytische Hydrolyse von Phosphodiesterbindungen spalten. Exonukleasen hydrolysieren spezifisch Nukleotide von den Enden von DNA-Strängen, während Endonukleasen interne Spaltungen innerhalb der Stränge durchführen. In der Molekularbiologie gehören Restriktionsendonukleasen, die DNA an definierten Erkennungssequenzen präzise spalten, zu den am häufigsten eingesetzten Nukleasen. Beispielsweise identifiziert das EcoRV-Enzym die 6-Basen-Sequenz 5′-GATATC-3′ und führt eine Spaltung an einem bestimmten Punkt innerhalb dieser Sequenz durch. Natürlich fungieren diese Enzyme in Bakterien als Abwehrmechanismus gegen Bakteriophageninfektionen, indem sie die Phagen-DNA bei ihrem Eintritt in die Bakterienzelle als Komponenten des Restriktions-Modifikationssystems abbauen. In biotechnologischen Anwendungen sind diese sequenzspezifischen Nukleasen unverzichtbare Werkzeuge für das molekulare Klonen und das DNA-Fingerprinting.

DNA-Ligasen sind Enzyme, die abgetrennte oder fragmentierte DNA-Stränge wieder zusammenfügen können. Diese Ligasen spielen eine entscheidende Rolle bei der DNA-Replikation nacheilender Stränge, wo sie die entstehenden, kurzen DNA-Segmente, die an der Replikationsgabel erzeugt werden, kovalent verbinden, um eine kontinuierliche DNA-Matrizenkopie zu bilden. Darüber hinaus sind sie von wesentlicher Bedeutung für DNA-Reparaturmechanismen und genetische Rekombinationsprozesse.

Topoisomerasen und Helikasen

Topoisomerasen sind eine Klasse von Enzymen, die sowohl durch Nuklease- als auch Ligase-Enzymaktivitäten gekennzeichnet sind. Diese Proteine ​​modulieren den Grad der Superspiralisierung innerhalb der DNA. Bestimmte Topoisomerasen funktionieren, indem sie die DNA-Helix vorübergehend spalten, wodurch sich ein Segment drehen kann und somit die Supercoiling-Phase gemildert wird. Anschließend verschließt das Enzym den DNA-Bruch wieder. Umgekehrt können andere Topoisomerase-Subtypen eine DNA-Helix spalten, den Durchgang eines zweiten DNA-Strangs durch die entstandene Lücke erleichtern und sich anschließend wieder mit der Helix verbinden. Topoisomerasen sind für zahlreiche DNA-abhängige zelluläre Prozesse, einschließlich DNA-Replikation und -Transkription, unverzichtbar.

Helicasen sind Proteine, die als molekulare Motoren klassifiziert werden. Diese Enzyme nutzen die chemische Energie von Nukleosidtriphosphaten, vor allem Adenosintriphosphat (ATP), um Wasserstoffbrückenbindungen zwischen komplementären Basen aufzubrechen und so die DNA-Doppelhelix in ihre einzelnen Einzelstränge aufzuwickeln. Helikasen sind für die meisten zellulären Prozesse von entscheidender Bedeutung, da sie einen enzymatischen Zugang zu den DNA-Basen erfordern.

Polymerasen

Polymerasen sind Enzyme, die für die Synthese von Polynukleotidketten aus Nukleosidtriphosphaten verantwortlich sind. Die resultierende Produktsequenz wird durch eine vorhandene Polynukleotidkette bestimmt, die als Vorlage bezeichnet wird. Ihr enzymatischer Mechanismus beinhaltet die sequentielle Addition von Nukleotiden an die 3′-Hydroxylgruppe am Ende der sich verlängernden Polynukleotidkette. Folglich arbeiten alle Polymerasen ausschließlich in einer Syntheserichtung von 5′ nach 3′. Im aktiven Zentrum des Enzyms bildet das ankommende Nukleosidtriphosphat komplementäre Basenpaare mit der Matrize, wodurch Polymerasen einen zur Matrize komplementären Strang präzise synthetisieren können. Polymerasen werden basierend auf der spezifischen Art der von ihnen verwendeten Vorlage kategorisiert.

Während der DNA-Replikation synthetisieren DNA-abhängige DNA-Polymerasen Kopien von DNA-Polynukleotidketten. Um biologische Informationen zu bewahren, ist eine präzise Komplementarität der Basensequenzen zwischen jeder neu synthetisierten Kopie und dem Matrizenstrang von entscheidender Bedeutung. Viele DNA-Polymerasen verfügen über Korrekturlesefähigkeiten. Dieser Mechanismus ermöglicht es der Polymerase, seltene Fehler in der Synthesereaktion aufgrund des Fehlens einer ordnungsgemäßen Basenpaarung zwischen falsch eingebauten Nukleotiden zu erkennen. Beim Erkennen einer Fehlpaarung wird eine 3‘- bis 5‘-Exonukleaseaktivität initiiert, die die fehlerhafte Base herausschneidet. In den meisten Organismen fungieren DNA-Polymerasen als Bestandteile eines wesentlichen Komplexes namens Replisom, der zahlreiche akzessorische Untereinheiten wie DNA-Klammern und Helikasen umfasst.

RNA-abhängige DNA-Polymerasen stellen eine spezielle Klasse von Polymerasen dar, die RNA-Sequenzen in DNA transkribieren. Bemerkenswerte Beispiele sind die Reverse Transkriptase, ein virales Enzym, das für retrovirale Zellinfektionen entscheidend ist, und die Telomerase, die für die Telomerreplikation unverzichtbar ist. Insbesondere erleichtert die HIV-Reverse-Transkriptase die Replikation des AIDS-Virus. Telomerase unterscheidet sich von den Polymerasen durch die Integration einer eigenen RNA-Matrize in ihre Strukturzusammensetzung. Dieses Enzym katalysiert die Synthese von Telomeren an chromosomalen Termini. Telomere dienen dazu, die Fusion benachbarter Chromosomenenden zu hemmen und diese Enden vor dem Abbau zu schützen.

Transkription, ein durch DNA-abhängige RNA-Polymerase vermittelter Prozess, beinhaltet die Synthese eines RNA-Strangs aus einer DNA-Matrize. Die Initiierung der Gentranskription erfolgt, wenn sich die RNA-Polymerase mit einer spezifischen DNA-Sequenz, einem sogenannten Promotor, verbindet und anschließend den DNA-Duplex abwickelt. Das Enzym synthetisiert dann ein zur Gensequenz komplementäres Boten-RNA-Transkript, bis es auf eine als Terminator bezeichnete DNA-Region trifft. An diesem Punkt beendet es die Transkription und dissoziiert von der DNA. Ähnlich wie menschliche DNA-abhängige DNA-Polymerasen funktioniert die RNA-Polymerase II – das Enzym, das für die Transkription der meisten Gene im menschlichen Genom verantwortlich ist – in einem umfangreichen Proteinkomplex, der zahlreiche regulatorische und akzessorische Untereinheiten umfasst.

Genetische Rekombination

Typischerweise bleibt eine DNA-Helix unabhängig von anderen DNA-Segmenten. In menschlichen Zellen sind unterschiedliche Chromosomen innerhalb des Zellkerns räumlich in bestimmte „Chromosomengebiete“ unterteilt. Diese räumliche Aufteilung der Chromosomen ist entscheidend für die Rolle der DNA als stabiler Informationsspeicher. Einer der seltenen Fälle chromosomaler Interaktion ist der Chromosomen-Crossover, ein Prozess, der für die sexuelle Fortpflanzung und genetische Rekombination von wesentlicher Bedeutung ist. Beim chromosomalen Crossover werden zwei DNA-Helices gebrochen, gefolgt vom gegenseitigen Austausch von Segmenten und der anschließenden Wiedervereinigung.

Genetische Rekombination erleichtert den Austausch genetischer Informationen zwischen Chromosomen und erzeugt so neue Genkombinationen. Dieser Prozess erhöht die Wirksamkeit der natürlichen Selektion und trägt wesentlich zur beschleunigten Entwicklung neuer Proteine ​​bei. Darüber hinaus spielt die genetische Rekombination eine Rolle bei DNA-Reparaturmechanismen, insbesondere bei zellulären Reaktionen auf Doppelstrangbrüche.

Die homologe Rekombination stellt die vorherrschende Form des chromosomalen Crossovers dar, gekennzeichnet durch die Beteiligung zweier Chromosomen mit sehr ähnlichen Sequenzen. Umgekehrt stellt eine nicht homologe Rekombination ein Risiko für die Zellintegrität dar und kann möglicherweise zu chromosomalen Translokationen und verschiedenen genetischen Anomalien führen. Die enzymatische Katalyse der Rekombination wird durch Rekombinasen durchgeführt, am Beispiel von RAD51. Im Anfangsstadium der Rekombination kommt es zu einem Doppelstrangbruch, der durch Endonukleaseaktivität oder DNA-Schäden verursacht werden kann. Anschließend gipfelt eine Abfolge von Schritten, teilweise katalysiert durch die Rekombinase, in der Verbindung der beiden Helices über mindestens eine Holliday-Verbindung, wobei ein Einzelstrangsegment von jeder Helix an den komplementären Strang der gegenüberliegenden Helix anlagert. Diese Holliday-Verbindung, eine tetraedrische Struktur, kann entlang des Chromosomenpaares wandern und so den Strangaustausch erleichtern. Der Rekombinationsprozess endet mit der Spaltung der Verbindung und der anschließenden erneuten Ligation der freigesetzten DNA. Bei der Rekombination werden nur DNA-Stränge mit identischer Polarität ausgetauscht. Die Spaltung erfolgt über zwei unterschiedliche Mechanismen: Ost-West und Nord-Süd. Bei der Nord-Süd-Spaltung entstehen Kerben in beiden DNA-Strängen, während bei der Ost-West-Spaltung ein DNA-Strang intakt bleibt. Die Etablierung einer Holliday-Verbindung während der Rekombination ist entscheidend für die Förderung der genetischen Vielfalt, die Ermöglichung des chromosomalen Genaustauschs und die Erleichterung der Expression von Wildtyp-Virusgenomen.

Evolution

Desoxyribonukleinsäure (DNA) speichert die genetische Information, die für das Funktionieren, Wachstum und die Fortpflanzung aller Lebensformen unerlässlich ist. Dennoch bleibt die Dauer der Beteiligung der DNA an dieser Funktion während der 4 Milliarden Jahre langen Geschichte des Lebens ungewiss, da man die Hypothese annimmt, dass urzeitliche Lebensformen RNA als genetisches Material genutzt haben könnten. RNA könnte als zentraler Bestandteil des frühen Zellstoffwechsels gedient haben und die doppelte Fähigkeit besitzen, genetische Informationen zu übertragen und die Katalyse durch Ribozyme zu erleichtern. Diese hypothetische antike RNA-Welt, in der Nukleinsäuren sowohl katalytische als auch genetische Rollen erfüllten, könnte die Entwicklung des heutigen genetischen Codes beeinflusst haben, der auf vier Nukleotidbasen basiert. Ein solcher Evolutionsverlauf würde aus einem Gleichgewicht zwischen einer begrenzten Anzahl von Basen, die die Replikationsgenauigkeit erhöht, und einer größeren Anzahl von Basen, die die katalytische Effizienz von Ribozymen verbessert, entstehen. Trotz dieser theoretischen Konstrukte fehlen direkte Beweise für antike genetische Systeme, vor allem weil die DNA-Gewinnung aus den meisten Fossilien nicht durchführbar ist; DNA verbleibt weniger als eine Million Jahre in der Umwelt und zerfällt in Lösung zunehmend in kurze Fragmente. Es wurden zwar Behauptungen über ältere DNA vorgelegt, insbesondere ein Bericht, in dem die Isolierung eines lebensfähigen Bakteriums aus einem 250 Millionen Jahre alten Salzkristall detailliert beschrieben wird, diese Behauptungen sind jedoch Gegenstand erheblicher Debatten.

Es wird angenommen, dass die Grundbestandteile der DNA, darunter Adenin, Guanin und analoge organische Moleküle, außerirdisch im Weltraum entstanden sind. Darüber hinaus wurden komplizierte organische Verbindungen, die für DNA und RNA lebenswichtig sind, wie Uracil, Cytosin und Thymin, in Laborumgebungen synthetisiert, die die im Weltraum vorherrschenden Bedingungen nachahmen. Diese Synthesen nutzten Vorläuferchemikalien, darunter Pyrimidin, die in Meteoriten vorhanden sind. Pyrimidin, ähnlich den polyzyklischen aromatischen Kohlenwasserstoffen (PAKs) – die als die kohlenstoffreichsten Chemikalien im Kosmos gelten – könnte sich in Roten Riesensternen oder in interstellaren Staub- und Gaswolken gebildet haben.

Alte DNA wurde erfolgreich aus prähistorischen Organismen extrahiert, was eine direkte Beobachtung der genomischen Entwicklung über beträchtliche Zeiträume hinweg ermöglichte. Dazu gehört DNA ausgestorbener Arten wie dem Wollhaarmammut, die Millionen Jahre alt ist.

Technologische Anwendungen

Gentechnik

Für die Isolierung von DNA aus biologischen Einheiten wurden ausgefeilte Methoden entwickelt, beispielsweise durch Phenol-Chloroform-Extraktion, und für deren Manipulation in Laborumgebungen, beispielsweise durch Restriktionsverdaus und die Polymerasekettenreaktion. Die zeitgenössische Biologie und Biochemie nutzt diese Techniken in großem Umfang im Bereich der rekombinanten DNA-Technologie. Unter rekombinanter DNA versteht man eine künstlich konstruierte DNA-Sequenz, die durch Kombination von Segmenten verschiedener anderer DNA-Sequenzen synthetisiert wird. Diese Konstrukte können in einem geeigneten Format in Organismen eingeführt werden, typischerweise als Plasmide oder über virale Vektoren. Die resultierenden gentechnisch veränderten Organismen werden dann zur Herstellung verschiedener Produkte verwendet, darunter rekombinante Proteine für die medizinische Forschung oder für den Anbau in der Landwirtschaft.

DNA-Profilerstellung

Forensiker nutzen DNA aus biologischen Proben wie Blut, Sperma, Haut, Speichel oder Haaren, die an Tatorten geborgen wurden, um eine genetische Übereinstimmung mit einer Person herzustellen und möglicherweise einen Täter zu identifizieren. Dieses Verfahren wird offiziell als DNA-Profiling bezeichnet, auch bekannt als DNA-Fingerprinting. Die Technik beinhaltet den Vergleich der Längen polymorpher Regionen innerhalb repetitiver DNA-Sequenzen, insbesondere kurzer Tandem-Wiederholungen und Minisatelliten, zwischen verschiedenen Individuen. Im Allgemeinen bietet diese Methode eine außergewöhnliche Zuverlässigkeit für die Identifizierung entsprechender DNA. Dennoch kann der Identifizierungsprozess kompliziert werden, wenn am Tatort Kontaminationen mit DNA mehrerer Personen vorliegen. Die DNA-Profilierung wurde 1984 vom britischen Genetiker Sir Alec Jeffreys entwickelt und erstmals in der Forensik eingesetzt, um die Verurteilung von Colin Pitchfork im Enderby-Mordfall von 1988 sicherzustellen.

Die Fortschritte in der Forensik, insbesondere die Fähigkeit, genetische Übereinstimmungen aus winzigen Blut-, Haut-, Speichel- oder Haarproben zu ermitteln, haben zur Neubewertung zahlreicher historischer Fälle geführt. Dadurch können nun Beweise ans Licht gebracht werden, die in den ersten Untersuchungen wissenschaftlich unerreichbar waren. Diese Möglichkeit, gepaart mit der Abschaffung der Gesetze zur doppelten Strafverfolgung in bestimmten Gerichtsbarkeiten, erleichtert die Wiederaufnahme von Fällen, in denen frühere Verfahren nicht über ausreichende Beweise verfügten, um eine Jury zu überzeugen. Personen, denen schwere Straftaten vorgeworfen werden, können dazu verpflichtet werden, DNA-Proben für eine vergleichende Analyse bereitzustellen. Eine primäre Verteidigung gegen forensisch gewonnene DNA-Übereinstimmungen besteht häufig in der Behauptung einer Kreuzkontamination von Beweismitteln. Diese potenzielle Schwachstelle hat die Einführung äußerst strenger Handhabungsprotokolle für neue Ermittlungen zu schweren Straftaten erforderlich gemacht.

DNA-Profiling dient als erfolgreiche Methode zur eindeutigen Identifizierung von Opfern bei Massenverletzten, menschlichen Überresten schwerer Unfälle und Personen in Massenkriegsgräbern, vor allem durch Familienabgleich.

Darüber hinaus wird DNA-Profiling bei Vaterschaftstests eingesetzt, um die biologische Abstammung oder Großelternschaft festzustellen, was in der Regel eine Wahrscheinlichkeit von 99,99 % ergibt, wenn zwischen dem mutmaßlichen Elternteil und dem Kind eine biologische Beziehung besteht. Während die DNA-Sequenzierung üblicherweise nach der Geburt durchgeführt wird, ermöglichen neue Methoden mittlerweile einen Vaterschaftstest während der Schwangerschaft.

DNA-Enzyme und katalytische DNA

Desoxyribozyme, auch bekannt als DNAzyme oder katalytische DNA, wurden erstmals 1994 identifiziert. Dabei handelt es sich überwiegend um einzelsträngige DNA-Sequenzen, die aus umfangreichen Bibliotheken zufälliger DNA-Sequenzen über eine kombinatorische Strategie namens In-vitro-Selektion oder systematische Ligandenentwicklung durch exponentielle Anreicherung (SELEX) gewonnen werden. DNAzyme ermöglichen eine Vielzahl chemischer Transformationen, darunter die RNA-DNA-Spaltung, die RNA-DNA-Ligation, die Phosphorylierung/Dephosphorylierung von Aminosäuren und die Bildung von Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindungen. Ihre katalytische Effizienz kann die Reaktionsgeschwindigkeit im Vergleich zu unkatalysierten Reaktionen um das bis zu 100-Milliardenfache beschleunigen. Die am gründlichsten untersuchte Kategorie von DNAzymen umfasst RNA-spaltende Varianten, die beim Nachweis verschiedener Metallionen und bei der Entwicklung therapeutischer Wirkstoffe Anwendung finden. Zahlreiche metallspezifische DNAzyme wurden dokumentiert, wie das GR-5-DNAzym (Leit-spezifisch), die CA1-3-DNAzyme (Kupfer-spezifisch), das 39E-DNAzym (Uranyl-spezifisch) und das NaA43-DNAzym (Natrium-spezifisch). Bemerkenswert ist, dass das NaA43-DNAzym, das im Vergleich zu anderen Metallionen eine über 10.000-fache Selektivität für Natrium aufweist, zur Konstruktion eines intrazellulären Natriumsensors in Echtzeit verwendet wurde.

Bioinformatik

Bioinformatik umfasst die Entwicklung von Methoden für die Speicherung, Datengewinnung, Suche und Manipulation biologischer Informationen, insbesondere einschließlich DNA-Nukleinsäuresequenzdaten. Dieses Gebiet hat zu bedeutenden Fortschritten in der Informatik geführt, insbesondere in den Bereichen String-Suchalgorithmen, maschinelles Lernen und Datenbanktheorie. Zur Identifizierung bestimmter Nukleotidsequenzen wurden String-Such- oder Matching-Algorithmen entwickelt, die darauf ausgelegt sind, Instanzen einer bestimmten Zeichenfolge innerhalb einer größeren Sequenz zu lokalisieren. DNA-Sequenzen können mit anderen DNA-Sequenzen abgeglichen werden, um homologe Regionen zu ermitteln und unterscheidende Mutationen zu lokalisieren. Diese Methoden, insbesondere das Multiple Sequence Alignment, sind von entscheidender Bedeutung für die Untersuchung phylogenetischer Beziehungen und Proteinfunktionen. Große Datensätze, die komplette genomische DNA-Sequenzen umfassen, wie sie beispielsweise vom Human Genome Project generiert wurden, sind ohne Anmerkungen, die Genpositionen und regulatorische Elemente auf jedem Chromosom beschreiben, schwierig zu interpretieren. Genfindungsalgorithmen ermöglichen die Identifizierung von DNA-Sequenzregionen, die charakteristische Muster aufweisen, die mit Protein- oder RNA-kodierenden Genen verbunden sind, und ermöglichen es Forschern so, die Existenz spezifischer Genprodukte und ihre potenziellen Funktionen innerhalb eines Organismus vor der experimentellen Isolierung vorherzusagen. Darüber hinaus kann die vergleichende Genomik, die den Vergleich ganzer Genome umfasst, die Evolutionsgeschichte eines bestimmten Organismus aufklären und die Analyse komplexer evolutionärer Ereignisse erleichtern.

DNA-Nanotechnologie

DNA-Nanotechnologie nutzt die besonderen molekularen Erkennungsfähigkeiten von DNA und anderen Nukleinsäuren, um selbstorganisierende verzweigte DNA-Komplexe mit vorteilhaften Eigenschaften zu konstruieren. In diesem Zusammenhang fungiert die DNA als Strukturkomponente und nicht nur als Speicher biologischer Informationen. Diese Anwendung hat die Entwicklung zweidimensionaler periodischer Gitter (sowohl auf Kachelbasis als auch unter Verwendung der DNA-Origami-Methode) und dreidimensionaler polyedrischer Strukturen erleichtert. Zu den Demonstrationen gehörten auch nanomechanische Geräte und algorithmische Selbstorganisation, wobei diese DNA-Konstrukte als Vorlagen für die Organisation anderer Moleküle wie Gold-Nanopartikel und Streptavidin-Proteine ​​dienten. Darüber hinaus bilden DNA und andere Nukleinsäuren die Grundlage für Aptamere, bei denen es sich um synthetische Oligonukleotidliganden handelt, die für bestimmte Zielmoleküle entwickelt und in verschiedenen biotechnologischen und biomedizinischen Bereichen eingesetzt werden.

Geschichte und Anthropologie

Die Anhäufung und anschließende Vererbung von Mutationen innerhalb der DNA liefern historische Aufzeichnungen, die es Genetikern ermöglichen, durch vergleichende Analyse von DNA-Sequenzen die Evolutionsverläufe und phylogenetischen Beziehungen von Organismen abzuleiten. Die Phylogenetik ist als Disziplin ein hervorragendes Instrument der Evolutionsbiologie. Darüber hinaus ermöglichen Vergleiche von DNA-Sequenzen innerhalb einer Art Populationsgenetikern die Rekonstruktion der historischen Dynamik bestimmter Populationen. Solche Methoden sind in verschiedenen Forschungsbereichen anwendbar, von der ökologischen Genetik bis zur Anthropologie.

Informationsspeicherpotenzial

DNA weist aufgrund ihrer deutlich höheren Speicherdichte im Vergleich zu herkömmlichen elektronischen Geräten ein erhebliches Potenzial als Informationsspeichermedium auf. Dennoch wird die breite praktische Anwendung derzeit durch erhebliche Kosten, lange Lese- und Schreiblatenzen und unzureichende Zuverlässigkeit behindert.

Historischer Kontext

Die erste DNA-Isolierung erfolgte im Jahr 1869, als der Schweizer Arzt Friedrich Miescher eine mikroskopisch kleine Substanz im Eiter weggeworfener chirurgischer Verbände identifizierte. Aufgrund seiner zellulären Kernlokalisation bezeichnete er diese Substanz als „Nuclein“. Anschließend isolierte Albrecht Kossel 1878 erfolgreich den Nicht-Protein-Bestandteil von Nuklein, identifizierte ihn als Nukleinsäure und charakterisierte anschließend seine fünf primären Nukleobasen.

Im Jahr 1909 klärte Phoebus Levene die Nukleotideinheit der RNA auf, die damals als „Hefe-Nukleinsäure“ bezeichnet wurde und aus einer Base, Zucker und Phosphat bestand. Zwei Jahrzehnte später, im Jahr 1929, identifizierte Levene den Desoxyribose-Zucker in der „Thymus-Nukleinsäure“, die heute als DNA bekannt ist. Levene postulierte, dass DNA aus einer Sequenz von vier Nukleotideinheiten bestand, die durch Phosphatgruppen miteinander verbunden waren, ein Konzept, das als „Tetranukleotid-Hypothese“ bezeichnet wurde. Er vermutete, dass diese Kette kurz war und eine feste, sich wiederholende Basensequenz aufwies. Gleichzeitig stellte Nikolai Koltsov 1927 die Hypothese auf, dass Erbmerkmale durch ein „riesiges Erbmolekül“ übertragen werden, das aus „zwei Spiegelsträngen“ besteht, die zur halbkonservativen Replikation fähig sind, wobei jeder Strang als Vorlage dient. Eine entscheidende Entdeckung erfolgte im Jahr 1928, als Frederick Griffiths Experimente zeigten, dass Eigenschaften der „glatten“ Form von Pneumokokken auf die „raue“ Form desselben Bakteriums übertragen werden können, und zwar durch die gemeinsame Inkubation von durch Hitze abgetöteten „glatten“ Bakterien mit lebenden „rauen“ Bakterien. Dieses experimentelle System lieferte den ersten überzeugenden Beweis dafür, dass DNA als Träger genetischer Informationen fungiert.

Im Jahr 1933 schlug Jean Brachet durch seine Untersuchungen an jungfräulichen Seeigeleiern vor, dass DNA im Zellkern lokalisiert sei, während RNA ausschließlich im Zytoplasma lokalisiert sei. Zu dieser Zeit wurde angenommen, dass „Hefe-Nukleinsäure“ (RNA) ausschließlich in Pflanzen vorkommt, während „Thymus-Nukleinsäure“ (DNA) als spezifisch für Tiere galt. Es wurde auch angenommen, dass es sich bei Letzterer, der DNA, um ein Tetramer handelt, das hauptsächlich an der Pufferung des zellulären pH-Werts beteiligt ist. Im Jahr 1937 hatte William Astbury die ersten Röntgenbeugungsmuster erstellt, die Beweise für eine regelmäßige, geordnete Struktur innerhalb der DNA lieferten.

Im Jahr 1943 identifizierte Oswald Avery in Zusammenarbeit mit Colin MacLeod und Maclyn McCarty endgültig die DNA als transformierendes Prinzip und untermauerte damit Griffiths frühere Hypothese durch das, was als Avery-MacLeod-McCarty-Experiment bekannt wurde. Gleichzeitig formulierte und verbreitete Erwin Chargaff eine Reihe von Beobachtungen, die später als Chargaff-Regeln bezeichnet wurden und besagten, dass in der DNA jeder Lebewesenart die molare Menge an Guanin immer der von Cytosin und die molare Menge an Adenin immer annähernd der von Thymin entspricht.

Bis 1951 hatten Alec Todd und sein Forschungsteam an der Universität Cambridge die strukturelle Anordnung des DNA-Rückgrats biochemisch aufgeklärt und dabei insbesondere die aufeinanderfolgenden Phosphodiesterbindungen zwischen den 3'- und 5'-Kohlenstoffatomen der Desoxyribose-Zuckereinheiten detailliert beschrieben. Diese grundlegende Arbeit lieferte anschließend eine entscheidende Bestätigung für die späteren Röntgenstrukturanalysen von Watson und Crick. Für diese und andere bedeutende Beiträge zur DNA-Forschung wurde Todd anschließend mit dem Nobelpreis für Chemie von 1957 geehrt.

Ende 1951 begann Francis Crick seine Zusammenarbeit mit James Watson am Cavendish Laboratory der Universität Cambridge. Die entscheidende Rolle der DNA bei der Vererbung wurde 1952 eindeutig nachgewiesen, als Alfred Hershey und Martha Chase durch ihr bahnbrechendes Hershey-Chase-Experiment zeigten, dass DNA das genetische Material des Enterobakterien-Phagen T2 darstellt.

Im Mai 1952 nahm Raymond Gosling, ein Doktorand unter der Leitung von Rosalind Franklin, ein Röntgenbeugungsbild mit der Bezeichnung „Foto 51“ auf, das DNA bei hohem Hydratationsgrad zeigte. Dieses entscheidende Foto, das Watson und Crick von Maurice Wilkins zur Verfügung gestellt wurde, erwies sich als entscheidend für ihre Aufklärung der korrekten DNA-Struktur. Franklin hatte Crick und Watson zuvor darüber informiert, dass sich die DNA-Rückgrate auf der Außenseite des Moleküls befinden müssen. Vor dieser Erkenntnis hatten sowohl Linus Pauling als auch das Watson-Crick-Team fehlerhafte Modelle mit inneren Ketten und nach außen vorstehenden Basen entwickelt. Franklins genaue Identifizierung der Raumgruppe für DNA-Kristalle bestätigte anschließend ihre Behauptung. Im Februar 1953 schlugen Linus Pauling und Robert Corey ein Nukleinsäuremodell vor, das aus drei ineinander verschlungenen Ketten bestand, mit Phosphaten in der Nähe der Achse und Basen an der Außenseite. Anschließend stellten Watson und Crick ihr Modell fertig, das heute allgemein als erste genaue Darstellung der DNA-Doppelhelix gilt. Am 28. Februar 1953 unterbrach Crick bekanntermaßen die Gäste während der Mittagspause im The Eagle Pub in Cambridge, England, um zu erklären, dass er und Watson „das Geheimnis des Lebens entdeckt“ hätten.

Die Ausgabe der Zeitschrift Nature vom 25. April 1953 enthielt eine Reihe von fünf Artikeln, in denen die Watson- und Crick-Doppelhelixstruktur der DNA vorgestellt und empirische Belege untermauert wurden. Die strukturellen Details wurden ursprünglich in einem Brief mit dem Titel „MOLECULAR STRUCTURE OF NUCLEIC ACIDS A Structure for Desoxyribose Nucleic Acid“ berichtet, in dem es insbesondere hieß: „Es ist uns nicht entgangen, dass die von uns postulierte spezifische Paarung sofort auf einen möglichen Kopiermechanismus für das genetische Material hindeutet.“ Auf diesen Gründungsbrief folgte ein Beitrag von Franklin und Gosling, der die erste Veröffentlichung ihrer Röntgenbeugungsdaten und ihrer ursprünglichen Analysemethodik markierte. Anschließend legten Wilkins und zwei Kollegen in einem Brief eine Analyse von in vivo B-DNA-Röntgenmustern vor und bestätigten damit das Vorhandensein der Watson- und Crick-Struktur in vivo.

Im April 2023 führten neue Erkenntnisse Wissenschaftler zu dem Schluss, dass Rosalind Franklin im Gegensatz zu einigen späteren historischen Darstellungen eine bedeutende Mitwirkende und „gleichberechtigte Akteurin“ im DNA-Entdeckungsprozess war. Im Jahr 1962, nach Franklins Tod, erhielten Watson, Crick und Wilkins gemeinsam den Nobelpreis für Physiologie oder Medizin. Nobelpreise werden ausschließlich an lebende Empfänger verliehen. Die Debatte über die angemessene Anerkennung der Entdeckung hält an.

In einer einflussreichen Präsentation aus dem Jahr 1957 formulierte Crick das zentrale Dogma der Molekularbiologie, das die grundlegende Beziehung zwischen DNA, RNA und Proteinen postulierte, und führte die „Adapterhypothese“ ein. Die endgültige Bestätigung des der Doppelhelixstruktur innewohnenden Replikationsmechanismus erfolgte 1958 durch das Meselson-Stahl-Experiment. Weitere Untersuchungen von Crick und seinen Mitarbeitern zeigten, dass der genetische Code auf nicht überlappenden Basentripletts, sogenannten Codons, beruhte, was Har Gobind Khorana, Robert W. Holley und Marshall Warren Nirenberg ermöglichte, den genetischen Code zu entschlüsseln. Diese kollektiven Erkenntnisse gelten als die Entstehungsgeschichte der Molekularbiologie.

Im Jahr 1986 wurde die DNA-Analyse erstmals in einer strafrechtlichen Untersuchung eingesetzt, als die britische Polizei Alec Jeffreys von der Universität Leicester aufforderte, die Beteiligung eines Verdächtigen festzustellen, der seine Unschuld in einem bestimmten Fall beteuerte. Obwohl der Verdächtige zuvor einen kürzlich erfolgten Vergewaltigungsmord gestanden hatte, bestritt er jede Beteiligung an einem ähnlichen Verbrechen, das drei Jahre zuvor begangen worden war. Dennoch ließen die auffälligen Ähnlichkeiten zwischen den beiden Fällen die Polizei zu dem Schluss kommen, dass beide Straftaten von derselben Person begangen wurden. Allerdings wurden alle Anklagen gegen den Verdächtigen letztendlich abgewiesen, als Jeffreys‘ DNA-Test ihn sowohl von dem früheren Mord als auch von dem, den er gestanden hatte, entlastete. Nachfolgende DNA-Profilierungsbemühungen führten zur eindeutigen Identifizierung eines weiteren Verdächtigen, Colin Pitchfork, der 1988 wegen beider Vergewaltigungsmorde verurteilt wurde.

Referenzen

• DNA the Double Helix Game Von der offiziellen Nobelpreis-Website
• Dolan DNA Learning Center
• Proteopedia-DNA
• ENCODE-Threads-Explorer ENCODE-Homepage bei Nature
• Double Helix 1953–2003 National Center for Biotechnology Education
• Bildungsmodule zur Genetik für Pädagogen: Der begleitende Studienführer DNA von Anfang an.
• Das Molekül des Monats der Proteindatenbank: DNA.
• Ein „Hinweis auf die Chemie der Vererbung“ gefunden, veröffentlicht in The New York Times, Juni 1953. Dieser Artikel stellt die erste amerikanische Zeitungsreportage über die Aufklärung der DNA-Struktur dar.
• DNA von Anfang an: An
• Das Register der persönlichen Papiere von Francis Crick aus den Jahren 1938–2007 befindet sich in der Mandeville Special Collections Library der University of California, San Diego.
• Ein siebenseitiger, handgeschriebener Brief von Crick an seinen 12-jährigen Sohn Michael aus dem Jahr 1953 beschreibt detailliert die Struktur der DNA.