Cloroplasto (Chloroplast)

Um cloroplasto (pronuncia-se KLOR-ə-plast, -⁠plahst) representa uma organela específica, categorizada como um plastídio, principal responsável pela fotossíntese nas células de plantas e algas. Essas organelas são caracterizadas por alta concentração de pigmentos de clorofila, que captam com eficiência a energia solar, convertendo-a em energia química e liberando simultaneamente oxigênio. A energia química resultante é posteriormente utilizada para sintetizar açúcares e outras moléculas orgânicas a partir do dióxido de carbono através de uma via metabólica conhecida como ciclo de Calvin. Além da fotossíntese, os cloroplastos desempenham várias outras funções críticas, como síntese de ácidos graxos, síntese de aminoácidos e contribuição para a resposta imunológica nas plantas. A abundância celular dos cloroplastos exibe uma variação considerável, variando de uma única organela em certas algas unicelulares a aproximadamente 100 em plantas como Arabidopsis e trigo.

Os cloroplastos exibem um dinamismo significativo, circulando ativamente e se realocando dentro do ambiente celular. Seu movimento e comportamento são profundamente afetados por estímulos ambientais, incluindo espectro e intensidade de luz. As células vegetais não têm capacidade de sintetizar cloroplastos de novo; conseqüentemente, essas organelas devem ser herdadas maternamente por cada célula filha durante a divisão celular. Acredita-se que esse padrão de herança se origine de um antigo evento endossimbiótico envolvendo uma cianobactéria fotossintética engolfada por uma célula eucariótica primitiva. Devido às suas origens endossimbióticas, os cloroplastos, assim como as mitocôndrias, possuem seu próprio DNA distinto, separado do genoma nuclear da célula hospedeira. Com a singular exceção do amebóide Paulinella chromatophora, todos os cloroplastos conhecidos são filogeneticamente rastreáveis ​​a um evento endossimbiótico primário solitário. No entanto, os cloroplastos estão presentes em uma gama excepcionalmente diversa de organismos que não possuem relação filogenética direta, um fenômeno atribuído a numerosos eventos endossimbióticos secundários e até terciários subsequentes.

Descoberta e Etimologia

A descrição inicial definitiva do que viria a ser conhecido como cloroplasto, então denominado Chlorophyllkörnen (que significa "grão de clorofila"), foi fornecida por Hugo von Mohl em 1837, caracterizando-os como entidades distintas dentro de células vegetais verdes. Posteriormente, em 1883, Andreas Franz Wilhelm Schimper designou essas estruturas como "cloroplastídeos" (Chloroplastida). Em 1884, Eduard Strasburger adotou o termo mais conciso "cloroplastos" (Cloroplasten).

A etimologia do termo cloroplasto remonta às palavras gregas cloros (χλωρός), que significa "verde", e plastes (πλάστης), denotando "aquele que forma" ou "moldador".

Origem Endossimbiótica dos Cloroplastos

Dentro das células eucarióticas fotossintéticas, os cloroplastos constituem um entre vários tipos de organelas. Sua trajetória evolutiva envolveu a derivação de cianobactérias por meio de um processo denominado organelogênese. As cianobactérias representam um filo diversificado de bactérias Gram-negativas, que se distinguem pela sua capacidade de fotossíntese oxigenada. Essas bactérias, semelhantes aos cloroplastos, possuem membranas tilacóides. Essas membranas tilacóides abrigam pigmentos fotossintéticos, principalmente a clorofila a. A hipótese desta origem cianobacteriana para os cloroplastos foi inicialmente proposta pelo biólogo russo Konstantin Mereschkowski em 1905, com base na observação de Andreas Franz Wilhelm Schimper de 1883 sobre a notável semelhança entre cloroplastos e cianobactérias. Atualmente, os cloroplastos são identificados exclusivamente em plantas, algas e espécies específicas do gênero amebóide Paulinella.

Supõe-se que as mitocôndrias tenham se originado de um evento endossimbiótico análogo, envolvendo o envolvimento de um procarioto aeróbio.

Endossimbiose Primária

Aproximadamente dois bilhões de anos atrás, uma cianobactéria de vida livre entrou em uma célula eucariótica ancestral, potencialmente como fonte de alimento ou parasita intracelular. Crucialmente, evitou a degradação dentro do vacúolo fagocítico e estabeleceu persistência dentro da célula hospedeira. Este evento crucial é denominado endossimbiose, definido como uma célula residindo dentro de outra, conferindo benefício mútuo a ambos os organismos. Nessa relação, a célula externa é normalmente designada como hospedeiro, e a célula interna é chamada de endossimbionte. A cianobactéria internalizada conferiu uma vantagem significativa ao hospedeiro ao fornecer açúcares produzidos fotossinteticamente. Ao longo do tempo evolutivo, a cianobactéria foi sendo progressivamente assimilada, levando à perda de muitos de seus genes ou à sua transferência para o núcleo da célula hospedeira. Posteriormente, certas proteínas cianobacterianas foram sintetizadas pela célula hospedeira e reimportadas para o cloroplasto nascente (a antiga cianobactéria), permitindo assim o controle do hospedeiro sobre a organela. Os cloroplastos descendem diretamente de um ancestral cianobacteriano, sem quaisquer eventos endossimbióticos secundários intervenientes, são designados como plastídios primários (onde "plastídio" neste contexto é amplamente sinônimo de cloroplasto). Por outro lado, os cloroplastos cuja linhagem remonta a outro endossimbionte eucariótico fotossintético são chamados de plastídios secundários ou plastídios terciários (mais detalhados nas seções subsequentes).

A origem dos cloroplastos primários, especificamente se resultaram de um evento endossimbiótico singular ou de múltiplos engolfamentos independentes através de diversas linhagens eucarióticas, foi um assunto de extenso debate. O consenso científico atual, no entanto, postula que, com a única exceção do amebóide Paulinella chromatophora, todos os cloroplastos se originaram de um único evento endossimbiótico há aproximadamente dois bilhões de anos, implicando um ancestral comum para essas organelas. O organismo existente considerado o parente mais próximo desta cianobactéria engolfada ancestral é Gloeomargarita litophora. Curiosamente, um evento endossimbiótico distinto e independente ocorreu aproximadamente 90-140 milhões de anos atrás no amebóide Paulinella, envolvendo uma cianobactéria do gênero Prochlorococcus. Esta organela fotossintética evoluída de forma independente é frequentemente designada como cromatóforo em vez de cloroplasto.

A hipótese predominante sugere que os cloroplastos surgiram após as mitocôndrias, uma dedução apoiada pela presença universal de mitocôndrias em eucariotos em comparação com a distribuição mais restrita dos cloroplastos. Esta aquisição sequencial é denominada endossimbiose serial, um processo no qual um eucarioto ancestral inicialmente engolfou o progenitor da mitocôndria, seguido por seus descendentes subseqüentemente engolfando o ancestral cloroplasto, estabelecendo assim um tipo de célula que possui ambas as organelas.

Endossimbiose Secundária e Terciária

Numerosos outros organismos adquiriram cloroplastos das linhagens primárias de cloroplastos através de endossimbiose secundária, um mecanismo que envolve o engolfamento de uma alga vermelha ou verde que já continha um cloroplasto primário. Esses cloroplastos adquiridos são chamados de plastídios secundários.

Consequentemente, eventos endossimbióticos secundários resultam em cloroplastos secundários possuindo membranas adicionais além das duas inerentes aos cloroplastos primários. Dentro dos plastídios secundários, normalmente apenas o cloroplasto e, ocasionalmente, sua membrana celular e núcleo persistem, culminando em um cloroplasto envolto por três ou quatro membranas. Essas camadas compreendem as duas membranas originais das cianobactérias, às vezes a membrana da célula da alga ingerida e a membrana do vacúolo fagossômico derivado da célula hospedeira. O material genético do núcleo do eucarioto fagocitado é frequentemente translocado para o núcleo do hospedeiro secundário. Notavelmente, organismos como Cryptomonas e cloraracniófitos retêm o núcleo do eucarioto engolfado, uma entidade denominada nucleomorfo, que está situada entre a segunda e a terceira membranas do cloroplasto.

Todos os cloroplastos secundários documentados são originários de algas verdes ou vermelhas. A ausência de cloroplastos secundários observados derivados de glaucófitas é provavelmente atribuível à sua raridade comparativa em ambientes naturais, o que diminui a probabilidade de seu engolfamento por outros organismos eucarióticos.

Além disso, certos organismos, como os dinoflagelados Karlodinium e Karenia, adquiriram cloroplastos através do engolfamento de um organismo que já possuía um secundário. plastídio. Essas organelas resultantes são designadas plastídios terciários.

Linhagens primárias de cloroplasto

Todos os cloroplastos primários são categorizados em uma de quatro linhagens distintas: a linhagem do cloroplasto glaucófita, a linhagem do cloroplasto rodófito ("vermelho"), a linhagem do cloroplasto cloroplastida ("verde") e a linhagem amebóide Paulinella chromatophora. As linhagens glaucófitas, rodófitas e cloroplastidianas compartilham um ancestral comum, originando-se do mesmo evento endossimbiótico primordial, e são classificadas coletivamente no supergrupo Archaeplastida.

Cloroplastos Glaucófitos

O grupo dos cloroplastos glaucófitos representa a mais diminuta das três linhagens primárias de cloroplastos, abrangendo apenas 25 espécies descritas. As glaucófitas sofreram divergência antes da separação das linhagens de cloroplastos vermelho e verde, levando à sua classificação ocasional como intermediários evolutivos entre as cianobactérias e os cloroplastos vermelhos e verdes. Essa divergência inicial é fundamentada tanto por análises filogenéticas quanto por características morfológicas específicas observadas em cloroplastos e cianobactérias glaucófitas, que estão ausentes em cloroplastos vermelhos e verdes. Em primeiro lugar, os cloroplastos das glaucófitas possuem uma parede de peptidoglicano, um tipo de parede celular encontrada exclusivamente em bactérias, incluindo cianobactérias. Em segundo lugar, estes cloroplastos apresentam tilacóides concêntricos e não empilhados que circundam um carboxossomo, uma estrutura icosaédrica que abriga a enzima RuBisCO, crucial para a fixação de carbono. Em terceiro lugar, o amido sintetizado pelo cloroplasto acumula-se externamente à organela. Além disso, semelhantes às cianobactérias, os tilacóides das glaucófitas e das rodófitas são adornados com complexos de captação de luz conhecidos como ficobilissomas.

Rodophyta (cloroplastos vermelhos)

As Rhodophyta, comumente conhecidas como algas vermelhas, constituem uma linhagem extensa e variada. Seus cloroplastos são designados como rodoplastos, um termo que significa “cloroplastos vermelhos”. Esses rodoplastos são caracterizados por uma membrana dupla que envolve um espaço intermembranar e apresentam pigmentos de ficobilina dispostos em ficobilissomos nas membranas dos tilacóides, o que consequentemente impede o empilhamento dos tilacóides. Certos rodoplastos também incorporam pirenóides. Para a fotossíntese, os rodoplastos utilizam clorofila a e ficobilinas; especificamente, a ficobilina ficoeritrina confere a coloração vermelha característica a muitas algas vermelhas. No entanto, devido à presença de clorofila azul-esverdeada a e outros pigmentos acessórios, numerosas espécies apresentam tonalidades que variam do avermelhado ao roxo. O pigmento ficoeritrina vermelho representa uma adaptação evolutiva que melhora a captura da luz solar em ambientes de águas profundas. Consequentemente, algumas algas vermelhas de águas rasas possuem concentrações reduzidas de ficoeritrina em seus rodoplastos, levando a uma aparência mais esverdeada. Os rodoplastos produzem amido floridiano, um tipo de amido que se acumula como grânulos no citoplasma da alga vermelha, externo ao próprio rodoplasto.

Cloroplastida (cloroplastos verdes)

Os Chloroplastida representam outra linhagem extensa e altamente diversificada, abrangendo algas verdes e plantas terrestres. Este grupo taxonômico também é conhecido como Viridiplantae, compreendendo dois clados principais: Chlorophyta e Streptophyta.

Embora a maioria dos cloroplastos verdes exibam uma coloração verde, alguns se desviam dela devido a pigmentos acessórios que mascaram a tonalidade verde da clorofila, como observado nas células em repouso de Haematococcus pluvialis. Os cloroplastos verdes distinguem-se dos das glaucófitas e das algas vermelhas pela ausência de ficobilissomos e pela presença de clorofila b. Além disso, perderam a parede de peptidoglicano situada entre as suas membranas duplas, resultando num espaço intermembranar. Embora algumas plantas tenham retido genes essenciais para a síntese de peptidoglicanos, esses genes foram reaproveitados para a divisão do cloroplasto. As linhagens de Cloroplastida também retêm seu amido dentro de seus cloroplastos. Nas plantas e em certas algas, os tilacóides do cloroplasto são organizados em pilhas de grana. Alguns cloroplastos de algas verdes, juntamente com aqueles encontrados em antóceros, possuem um pirenóide, uma estrutura que concentra RuBisCO e CO§67§ dentro do cloroplasto, desempenhando assim uma função análoga ao carboxissomo glaucófito.

Certas linhagens de algas verdes parasitas não fotossintéticas perderam completamente seus cloroplastos, exemplificado por Prototheca, ou não possui cloroplasto, embora ainda possua um genoma de cloroplasto distinto, como visto em Helicosporidium. Evidências morfológicas, fisiológicas e filogenéticas corroboram que essas linhagens continham ancestralmente cloroplastos, mas posteriormente sofreram sua perda.

Paulinella chromatophora

Os amebóides fotossintéticos pertencentes ao gênero Paulinella - especificamente P. chromatophora, P. micropora, e as espécies marinhas P. longichromatophora - possui o único cloroplasto conhecido de evolução independente, frequentemente denominado cromatóforo. Em contraste com todos os outros cloroplastos, que surgiram de um evento endossimbiótico antigo e singular, Paulinella assimilou independentemente uma cianobactéria endossimbiótica do gênero Synechococcus aproximadamente 90 a 140 milhões de anos atrás. Cada célula de Paulinella normalmente contém um ou dois cloroplastos em forma de salsicha, que foram inicialmente documentados em 1894 pelo biólogo alemão Robert Lauterborn.

O cromatóforo apresenta uma redução significativa em comparação com seus ancestrais cianobacterianos de vida livre e possui funcionalidades restritas. Por exemplo, o seu genoma compreende aproximadamente 1 milhão de pares de bases, o que representa um terço do tamanho dos genomas típicos do Synechococcus, e codifica apenas cerca de 850 proteínas. No entanto, o tamanho deste genoma permanece consideravelmente maior do que o de outros genomas de cloroplastos, que geralmente variam em torno de 150.000 pares de bases. Além disso, os cromatóforos transferiram substancialmente menos do seu DNA para o núcleo hospedeiro. Aproximadamente 0,3–0,8% do DNA nuclear em Paulinella se origina do cromatóforo, um forte contraste com os 11–14% derivados dos cloroplastos nas plantas. Análogo a outros cloroplastos, a Paulinella fornece proteínas específicas ao cromatóforo através de uma sequência de direcionamento especializada. Dado que os cromatóforos são evolutivamente muito mais jovens que os cloroplastos canônicos, Paulinella chromatophora serve como um modelo valioso para investigar os estágios evolutivos iniciais dos cloroplastos.

Linhagens de cloroplastos secundários e terciários

Cloroplastos derivados de algas verdes

As algas verdes foram incorporadas em várias linhagens eucarióticas através de três ou quatro eventos endossimbióticos distintos. Notavelmente, cloroplastos secundários originários de algas verdes estão presentes em euglenoides e cloraracniófitos. Esses cloroplastos também são observados em uma linhagem específica de dinoflagelados e potencialmente no organismo ancestral da linhagem CASH (compreendendo criptomônadas, alveolados, estramenópilas e haptófitas). Embora muitos cloroplastos derivados de algas verdes possuam pirenóides, seus produtos de armazenamento se acumulam em grânulos externos ao cloroplasto, uma característica que os distingue de seus predecessores de algas verdes.

Euglenophytes

Os euglenófitos constituem um grupo predominante de protistas flagelados caracterizados por cloroplastos originários de uma alga verde. Eles representam a única linhagem fora dos Diaphoretickes que possui cloroplastos permanentes sem realizar cleptoplastia. Os cloroplastos euglenófitos são envoltos por três membranas. A hipótese predominante sugere que a membrana do hospedeiro endossimbionte primário (ou seja, a membrana da alga verde) foi perdida, resultando na retenção das duas membranas cianobacterianas e da membrana fagossômica do hospedeiro secundário. Esses cloroplastos apresentam um pirenóide e tilacóides organizados em pilhas de três. O carbono fixado fotossinteticamente é armazenado como paramilon, que é sequestrado dentro de grânulos ligados à membrana localizados no citoplasma do euglenófito.

Cloraracniófitos

Os cloraracniófitos são um grupo incomum de organismos que também possuem cloroplastos originários de algas verdes; no entanto, sua história evolutiva é mais complexa do que a dos euglenófitos. Supõe-se que o cloraracniófito ancestral tenha sido um eucarioto contendo um cloroplasto derivado de uma alga vermelha. Posteriormente, acredita-se que esse cloroplasto inicial de algas vermelhas tenha sido perdido, seguido pelo engolfamento de uma alga verde, que conferiu seu segundo cloroplasto derivado de algas verdes. Os cloroplastos cloraracniófitos são normalmente cercados por quatro membranas, com exceção das regiões adjacentes à membrana celular, onde essas membranas de cloroplasto se aglutinam em uma membrana dupla. Seus tilacóides são organizados em pilhas de três, vagamente associadas. Os cloraracniófitos sintetizam e armazenam a crisolaminarina, um polissacarídeo, em seu citoplasma, frequentemente acumulando-a ao redor do pirenóide do cloroplasto, que se projeta para o citoplasma.

Uma característica distintiva dos cloroplastos dos cloraracniófitos é a degradação incompleta de seu endossimbionte de algas verdes. Especificamente, o núcleo da alga verde ancestral persiste como um nucleomorfo, situado dentro do espaço periplasmático – a região entre a segunda e a terceira membranas do cloroplasto – que representa o antigo citoplasma da alga verde.

Cloroplasto derivado de prasinófito

Os dinoflagelados pertencentes ao género Lepidodinium sofreram a perda do seu cloroplasto ancestral peridinina, substituindo-o posteriormente por um cloroplasto derivado de uma alga verde, especificamente um prasinófito. Lepidodinium é único entre os dinoflagelados por possuir um cloroplasto que não se origina da linhagem dos rodoplastos. Este cloroplasto é envolto por duas membranas e não possui um nucleomorfo, pois todos os genes do nucleomorfo foram translocados para o núcleo dinófito. O evento endossimbiótico responsável pela aquisição deste cloroplasto envolveu endossimbiose secundária em série, em vez de endossimbiose terciária, em que o endossimbionte era uma alga verde já contendo um cloroplasto primário, formando assim um cloroplasto secundário.

Simbiose Tripartite

O Pseudoblepharisma tenue ciliado abriga dois simbiontes bacterianos distintos, caracterizados por pigmentação rosa e verde, respectivamente. Em 2021, ambos os simbiontes foram definitivamente identificados como organismos fotossintéticos: Ca. Thiodictyon intracelulare (Chromatiaceae), uma bactéria sulfurosa roxa que possui um genoma de aproximadamente metade do tamanho de seus parentes mais próximos conhecidos; e Chlorella sp. K10, uma alga verde. Além disso, existe uma variante de Pseudoblepharisma tenue que contém exclusivamente cloroplastos derivados de algas verdes, sem bactérias roxas endossimbióticas.

Cloroplastos derivados de algas vermelhas

Acredita-se que os cloroplastos secundários originados de algas vermelhas tenham sido adquiridos através de um evento endossimbiótico singular, diversificando-se posteriormente no extenso grupo conhecido como cromistas ou cromalveolados. Atualmente, esses cloroplastos estão presentes em haptófitos, criptomônadas, heterocontes, dinoflagelados e apicomplexos, formando coletivamente a linhagem CASH. Normalmente, os cloroplastos secundários das algas vermelhas contêm clorofila c e são envoltos por quatro membranas.

A hipótese da monofilia cromista foi rejeitada; em vez disso, agora é considerado mais provável que alguns cromistas tenham adquirido seus plastídios através da incorporação de outro cromista, em vez de herdá-los de um ancestral comum. Acredita-se que os criptófitos obtiveram plastídios de algas vermelhas, que foram posteriormente transmitidos aos Heterokontófitos e aos Haptófitos, e depois dessas linhagens aos Myzozoa.

Criptófitos

As criptófitas, também conhecidas como criptomônadas, constituem um grupo de algas caracterizadas pela presença de um cloroplasto derivado de algas vermelhas. Seus cloroplastos possuem um nucleomorfo, que apresenta uma semelhança superficial com aquele encontrado nos cloraracniófitos. Esses cloroplastos são envoltos por quatro membranas, sendo a membrana mais externa contínua com o retículo endoplasmático rugoso. Eles sintetizam o amido convencional, que é armazenado em grânulos no espaço periplastidial – situado fora da membrana dupla original, em local análogo ao citoplasma da alga vermelha ancestral. Internamente, os cloroplastos criptófitos apresentam um pirenóide e tilacóides dispostos em pilhas de dois. Embora os cloroplastos criptófitos não tenham ficobilissomas, eles contêm pigmentos de ficobilina sequestrados dentro do espaço tilacóide, em vez de ancorados externamente às suas membranas tilacóides.

Os criptófitos podem ter sido fundamentais na disseminação de cloroplastos derivados de algas vermelhas.

Haptófitas

Haptófitas exibem estreitas relações filogenéticas e semelhanças estruturais com criptófitas e heterokontófitas. Seus cloroplastos são caracterizados pela ausência de um nucleomorfo, tilacóides dispostos em pilhas de três e pela síntese do açúcar crisolaminarina. Esse açúcar é armazenado em grânulos localizados inteiramente fora do cloroplasto, dentro do citoplasma do haptófito.

Stramenopiles (heterokontophytes)

Estramenopiles, também chamados de heterokontófitos, representam um clado excepcionalmente grande e diversificado de eucariotos. Este grupo abrange Ochrophyta, que inclui diatomáceas, algas marrons (algas marinhas) e algas douradas (crisófitas), bem como Xanthophyceae (também conhecidas como algas verde-amareladas).

Os cloroplastos heterokont exibem semelhança substancial com os dos haptófitos. Eles possuem um pirenóide, tilacóides dispostos em trigêmeos e, com certas exceções, um envelope plastídico de quatro camadas onde a membrana mais externa está conectada ao retículo endoplasmático. Semelhante aos haptófitos, os estramenópilos armazenam açúcar na forma de grânulos de crisolaminarina em seu citoplasma. Os cloroplastos de Stramenopile contêm clorofila a e, com exceções limitadas, clorofila c. Além disso, possuem carotenóides, que contribuem para sua coloração diversificada.

Apicomplexans, cromerídeos e dinófitos

Os alveolados constituem um clado significativo de eucariotos unicelulares, compreendendo membros autotróficos e heterotróficos. Numerosos membros possuem um plastídio derivado de algas vermelhas. Uma característica distintiva deste grupo diverso é a perda recorrente da capacidade fotossintética. No entanto, a maioria destes organismos heterotróficos retém um plastídio não fotossintético.

Apicomplexanos

Apicomplexos são um grupo de alveolados parasitas e possuem um cloroplasto não fotossintético, semelhante aos helicosproídios. Embora anteriormente considerado relacionado aos helicosproídios, está agora estabelecido que os helicosproídios são algas verdes e não fazem parte da linhagem CASH. Este grupo inclui o Plasmodium, o agente causador da malária. Muitos apicomplexos retêm um cloroplasto vestigial derivado de algas vermelhas, denominado apicoplasto, herdado de seus ancestrais. Os apicoplastos perderam completamente a função fotossintética, carecendo de pigmentos fotossintéticos e de verdadeiros tilacóides. Eles são envoltos por quatro membranas, que não estão conectadas ao retículo endoplasmático. Por outro lado, outros apicomplexos, como o Cryptosporidium, perderam totalmente o seu cloroplasto. Apesar de não serem fotossintéticos, os apicomplexos armazenam energia em grânulos de amilopectina situados em seu citoplasma.

A retenção de um cloroplasto não fotossintético pelos apicomplexos ilustra que os cloroplastos desempenham funções cruciais além da fotossíntese. Assim como os cloroplastos vegetais fornecem às células vegetais compostos essenciais além dos açúcares, os apicoplastos desempenham funções vitais, incluindo a síntese de ácidos graxos, pirofosfato de isopentenila e aglomerados de ferro-enxofre, além de contribuir para a via do heme. A função mais crítica do apicoplasto é a síntese de isopentenil pirofosfato; na verdade, a interferência nesta função mostra-se letal para os apicomplexos. Além disso, quando cultivados em um meio rico em isopentenil pirofosfato, esses organismos eliminam a organela.

Chromerids

Os cromerídeos representam um grupo de algas encontradas nos corais australianos, reconhecidas como parentes fotossintetizantes próximos dos apicomplexos. O membro inaugural, Chromera velia, foi inicialmente descoberto e isolado em 2001. A semelhança estrutural de Chromera velia com os apicomplexos fornece uma ligação evolutiva crucial entre apicomplexos e dinófitos. Seus plastídios são diferenciados por quatro membranas, pela ausência de clorofila c e pela presença de um RuBisCO tipo II, que foi adquirido por meio de um evento de transferência horizontal de genes.

Dinófitos

Os dinoflagelados representam outro grupo taxonômico extenso e diversificado, com aproximadamente metade de seus membros exibindo pelo menos capacidade fotossintética parcial, indicativa de mixotrofia. A história evolutiva dos cloroplastos dinoflagelados é notavelmente complexa. A maioria dos cloroplastos dinoflagelados são secundários, derivados de algas vermelhas. Muitos dinoflagelados perderam seus cloroplastos, tornando-se não fotossintéticos; alguns deles os substituíram posteriormente através da endossimbiose terciária. Outras linhagens substituíram seus cloroplastos originais por aqueles derivados de algas verdes. Supõe-se que o cloroplasto de peridinina seja o cloroplasto ancestral dos dinófitos, que foi perdido, reduzido, substituído ou coexiste com outros tipos de cloroplasto em várias linhagens de dinófitos.

O tipo de cloroplasto predominante em dinófitos é o tipo peridinina, caracterizado pela presença do pigmento carotenóide peridinina dentro de seus cloroplastos, ao lado da clorofila a e da clorofila. c§45§. A peridinina é encontrada exclusivamente neste grupo de cloroplastos. O cloroplasto da peridinina é normalmente envolto por três membranas (ocasionalmente duas), tendo perdido a membrana celular original do endossimbionte da alga vermelha. A membrana mais externa não está conectada ao retículo endoplasmático. Esses cloroplastos contêm um pirenóide e exibem tilacóides dispostos em pilhas triplas. O acúmulo de amido ocorre externamente ao cloroplasto. Além disso, os cloroplastos de peridinina possuem DNA altamente reduzido e fragmentado, organizado em numerosas pequenas moléculas circulares. Uma parte significativa do genoma foi translocada para o núcleo, restando apenas genes críticos relacionados à fotossíntese dentro do cloroplasto.

A maioria dos cloroplastos dinófitos contém RuBisCO de forma II e pelo menos os pigmentos fotossintéticos clorofila a, clorofila c§34§, beta-caroteno e pelo menos um xantofila exclusiva dos dinófitos (por exemplo, peridinina, dinoxantina ou diadinoxantina), que geralmente confere uma coloração marrom-dourada. Todos os dinófitos armazenam amido em seu citoplasma e a maioria possui cloroplastos com tilacóides dispostos em pilhas de três.

Cloroplastos derivados de haptófitos

Linhagens dinófitas contendo fucoxantina, incluindo Karlodinium e Karenia, perderam seus cloroplastos ancestrais derivados de algas vermelhas, substituindo-os posteriormente por novos cloroplastos adquiridos de um endossimbionte haptófito, formando assim plastídios terciários. É provável que Karlodinium e Karenia tenham assimilado endossimbiontes distintos. Dado que os cloroplastos haptófitos possuem quatro membranas, a endossimbiose terciária resultaria teoricamente em um cloroplasto de seis membranas, incorporando a membrana celular do haptófito e o vacúolo fagossômico do dinófito. No entanto, o endossimbionte haptófito sofreu uma redução significativa, perdendo várias membranas e seu núcleo, deixando apenas seu cloroplasto (mantendo sua membrana dupla original) e potencialmente uma ou duas membranas circundantes adicionais. Os cloroplastos contendo fucoxantina são caracterizados pela presença do pigmento fucoxantina (especificamente 19′-hexanoiloxi-fucoxantina e/ou 19'-butanoiloxi-fucoxantina) e ausência de peridinina. A detecção de fucoxantina em cloroplastos haptófitos apoia ainda mais a sua relação ancestral.

Cloroplastos derivados de diatomáceas

Certos dinófitos, como Kryptoperidinium e Durinskia, possuem um cloroplasto derivado de uma diatomácea (heterokontophyte). Esses cloroplastos são envoltos por até cinco membranas, dependendo se é considerado todo o endossimbionte de diatomáceas ou apenas seu cloroplasto interno derivado de algas vermelhas. O endossimbionte de diatomáceas exibe redução mínima, mantendo suas mitocôndrias originais, retículo endoplasmático, ribossomos, núcleo e cloroplastos derivados de algas vermelhas, funcionando efetivamente como uma célula quase completa dentro do lúmen do retículo endoplasmático do hospedeiro. No entanto, o endossimbionte da diatomácea não consegue armazenar o seu próprio alimento; seu polissacarídeo de armazenamento é encontrado em grânulos no citoplasma do hospedeiro dinófito. Embora o núcleo do endossimbionte da diatomácea esteja presente, é improvável que seja classificado como nucleomorfo porque não apresenta evidência de redução do genoma e pode até ter sofrido expansão. O engolfamento de diatomáceas por dinoflagelados ocorreu independentemente pelo menos três vezes.

O endossimbionte de diatomáceas é envolvido por uma única membrana, dentro da qual estão situados os cloroplastos, delimitados por quatro membranas. Consistente com o ancestral diatomácea do endossimbionte, esses cloroplastos apresentam tilacóides e pirenóides triplos. Em alguns desses gêneros, os cloroplastos do endossimbionte diatomácea não são as únicas organelas fotossintéticas dentro do dinófito. O cloroplasto original de peridinina de três membranas persiste, tendo sido reaproveitado em uma mancha ocular.

Cleptoplastia

Em certos grupos de protistas mixotróficos, incluindo alguns dinoflagelados (por exemplo, Dinophysis), os cloroplastos são sequestrados de algas capturadas e utilizados temporariamente. Esses cleptoplastos normalmente têm uma vida útil de apenas alguns dias antes de necessitarem de substituição.

Cloroplastos dinófitos derivados de criptófitos

Membros do gênero Dinophysis adquirem um cloroplasto contendo ficobilina de um criptófito. No entanto, o próprio criptófito não é retido como um endossimbionte; apenas o cloroplasto parece ser assimilado, tendo sido despojado de seu nucleomorfo e das duas membranas mais externas, resultando em um cloroplasto de duas membranas. Os cloroplastos criptófitos necessitam de seu nucleomorfo para automanutenção, e as espécies de Dinophysis cultivadas isoladamente não podem sobreviver. Consequentemente, existe a hipótese (embora não confirmada) de que o cloroplasto Dinophysis funciona como um cleptoplasto, o que implica que os cloroplastos Dinophysis se degradam com o tempo, exigindo que as espécies de Dinophysis engulam continuamente criptófitos para obter novos cloroplastos.

DNA do cloroplasto

Os cloroplastos, semelhantes a outras organelas endossimbióticas, possuem um genoma distinto, separado daquele encontrado no núcleo da célula. A existência do DNA do cloroplasto (cpDNA) foi identificada bioquimicamente em 1959 e posteriormente confirmada através de microscopia eletrônica em 1962. Descobertas demonstrando que os cloroplastos contêm ribossomos e realizam a síntese de proteínas revelaram sua natureza geneticamente semiautônoma. O primeiro DNA de cloroplasto foi sequenciado em 1986. Desde então, centenas de genomas de cloroplastos de várias espécies foram sequenciados, predominantemente de plantas terrestres e algas verdes. Glaucófitas, algas vermelhas e outros grupos de algas permanecem significativamente sub-representados, potencialmente introduzindo um viés na compreensão atual da estrutura e conteúdo "típico" do DNA do cloroplasto.

Estrutura molecular

Com exceções limitadas, a maioria dos cloroplastos consolida todo o seu genoma em uma única e grande molécula circular de DNA, normalmente variando de 120.000 a 170.000 pares de bases de comprimento e possuindo uma massa de aproximadamente 80-130 milhões de daltons. Embora os genomas dos cloroplastos possam quase invariavelmente ser representados por um mapa circular, as moléculas físicas de DNA dentro das células adotam diversas configurações lineares e ramificadas. Os cloroplastos recém-formados podem conter até 100 cópias de seu genoma, embora esse número normalmente diminua para cerca de 15-20 à medida que os cloroplastos amadurecem.

O DNA do cloroplasto é comumente condensado em nucleóides, que podem abrigar múltiplas cópias do genoma do cloroplasto. Numerosos nucleóides podem estar presentes dentro de cada cloroplasto. Nas algas vermelhas primitivas, os nucleóides do DNA do cloroplasto estão centralmente agrupados dentro do cloroplasto, enquanto nas plantas verdes e nas algas verdes, eles estão dispersos por todo o estroma. O DNA do cloroplasto não está associado às histonas verdadeiras, as proteínas responsáveis ​​por empacotar firmemente as moléculas de DNA nos núcleos eucarióticos. No entanto, nas algas vermelhas, proteínas semelhantes compactam firmemente cada anel de DNA do cloroplasto dentro de um nucleóide.

Numerosos genomas de cloroplastos apresentam duas sequências repetidas invertidas que delineiam uma região longa de cópia única (LSC) a partir de uma região curta de cópia única (SSC). Embora raramente idênticos, estes pares de repetição invertidos exibem consistentemente alta similaridade, uma característica atribuída à evolução concertada. Seus comprimentos exibem variabilidade substancial, abrangendo de 4.000 a 25.000 pares de bases por repetição e abrangendo uma contagem de genes que varia de um mínimo de quatro a mais de 150. Essas regiões de repetição invertida demonstram conservação significativa nas plantas terrestres, acumulando mutações em baixa frequência.

Repetições invertidas análogas estão presentes nos genomas de cianobactérias e nas outras duas linhagens de cloroplastos, Glaucophyta e Rhodophyceae, implicando que sua origem evolutiva é anterior ao próprio cloroplasto. Posteriormente, certos genomas de cloroplastos perderam ou inverteram essas repetições, transformando-as em repetições diretas. Estas repetições invertidas podem contribuir para a estabilidade do genoma do cloroplasto, uma vez que os genomas sem porções destes segmentos exibem frequentemente um rearranjo aumentado.

Reparo e replicação de DNA

Dentro dos cloroplastos do musgo Physcomitrella patens, a proteína de reparo de incompatibilidade de DNA Msh1 se envolve com as proteínas de reparo recombinativas RecA e RecG, garantindo coletivamente a estabilidade do genoma do cloroplasto. Da mesma forma, nos cloroplastos da planta Arabidopsis thaliana, a proteína RecA é crucial para preservar a integridade do DNA do cloroplasto, uma função provavelmente mediada pelo reparo recombinacional de lesões de DNA.

Embora o mecanismo preciso de replicação do DNA do cloroplasto (cpDNA) ainda não tenha sido definitivamente estabelecido, dois modelos primários foram avançados. Desde a década de 1970, os pesquisadores têm se esforçado para visualizar a replicação do cloroplasto usando microscopia eletrônica. As observações destas investigações microscópicas sugeriram que a replicação do cpDNA prossegue através de um mecanismo de duplo deslocamento de loop (D-loop). Durante sua progressão através do DNA circular, o loop D faz a transição para um intermediário em forma de teta, também reconhecido como um intermediário de replicação de Cairns, concluindo finalmente a replicação através de um mecanismo de círculo rolante. O início da replicação ocorre em origens designadas. Posteriormente, surgem múltiplos garfos de replicação, permitindo que a maquinaria de replicação sintetize o DNA. À medida que o processo de replicação avança, essas bifurcações se expandem e, por fim, se unem. As estruturas de cpDNA recém-sintetizadas então segregam, formando cromossomos filhos de cpDNA. Além das observações microscópicas iniciais, este modelo encontra corroboração adicional nos níveis observados de desaminação dentro do cpDNA. A desaminação, caracterizada pela perda de um grupo amino, representa um evento mutacional que frequentemente leva a alterações nas bases do DNA. Especificamente, a desaminação da adenina produz hipoxantina. A hipoxantina é capaz de emparelhar com a citosina, e a replicação subsequente deste par de bases XC resulta em um par GC, efetuando assim uma alteração de bases A → G.

Dentro do cpDNA, gradientes distintos de desaminação A → G são observáveis. O DNA apresenta maior vulnerabilidade a eventos de desaminação quando presente em uma configuração de fita simples. Durante a formação dos garfos de replicação, a fita não replicada torna-se de fita simples, aumentando consequentemente sua suscetibilidade à desaminação A → G. Consequentemente, a presença de gradientes de desaminação sugere a existência prévia de garfos de replicação e indica a sua direção inicial de abertura; o gradiente mais alto normalmente se correlaciona com a proximidade da origem de replicação, devido à exposição prolongada à fita simples. Embora este mecanismo continue a ser a teoria predominante, uma hipótese alternativa postula que a maior parte do cpDNA é linear e sofre replicação através de recombinação homóloga. Esta perspectiva alternativa afirma ainda que apenas uma pequena fração do material genético reside em cromossomos circulares, com o restante existindo em formas estruturais ramificadas, lineares ou outras formas estruturais complexas.

Um modelo concorrente para a replicação do cpDNA propõe que a maior parte do cpDNA existe em uma forma linear e se envolve em recombinação homóloga e estruturas de replicação análogas às configurações lineares e circulares do DNA observadas no bacteriófago T4. As evidências indicam que certas plantas, como o milho, possuem cpDNA linear, e inúmeras outras espécies exibem estruturas complexas que permanecem pouco compreendidas pelos investigadores. Os primeiros experimentos com cpDNA identificaram estruturas lineares; no entanto, estes foram inicialmente interpretados como moléculas circulares fragmentadas. Se as estruturas ramificadas e intricadas observadas nos estudos de cpDNA forem genuínas e não artefatos resultantes de DNA circular concatenado ou círculos quebrados, então o mecanismo de replicação do loop D não pode explicar adequadamente sua replicação. Ao mesmo tempo, a recombinação homóloga não explica os múltiplos gradientes de adenina para guanina (A → G) detectados nos plastomas. Devido à incapacidade de elucidar o gradiente de desaminação e a prevalência do cpDNA circular em numerosas espécies de plantas, a teoria predominante sustenta que a maior parte do cpDNA é circular e se replica principalmente através de um mecanismo D-loop.

Conteúdo genético e síntese de proteínas

As cianobactérias ancestrais, das quais evoluíram os cloroplastos, provavelmente possuíam um genoma composto por mais de 3.000 genes; entretanto, os genomas modernos dos cloroplastos normalmente retêm apenas aproximadamente 100 genes. Esses genes codificam diversas funções, principalmente associadas à síntese de proteínas e à fotossíntese. Semelhante aos procariontes, os genes dentro do DNA do cloroplasto são organizados em operons. No entanto, ao contrário das moléculas de DNA procarióticas, as moléculas de DNA dos cloroplastos contêm íntrons, uma característica também encontrada nos DNAs mitocondriais das plantas, mas ausente nos DNAs mitocondriais humanos.

Em plantas terrestres, a composição do genoma do cloroplasto é amplamente conservada.

Redução do genoma do cloroplasto e transferência de genes

Ao longo do tempo evolutivo, porções significativas do genoma do cloroplasto foram transferidas para o genoma nuclear do hospedeiro, um processo denominado transferência genética endossimbiótica. Consequentemente, o genoma do cloroplasto é substancialmente reduzido em comparação com o das cianobactérias de vida livre. Embora os cloroplastos normalmente contenham de 60 a 100 genes, as cianobactérias geralmente possuem mais de 1.500 genes em seus genomas. Uma descoberta recente de um plastídio totalmente desprovido de genoma demonstra ainda que os cloroplastos podem perder seu material genético durante o processo de transferência de genes endossimbióticos.

A transferência de genes endossimbióticos fornece evidências cruciais para a presença histórica de cloroplastos em numerosas linhagens CASH, mesmo quando essas organelas foram posteriormente perdidas. Os genes transferidos de um cloroplasto para o núcleo do hospedeiro persistem, indicando assim a existência anterior do cloroplasto perdido. Por exemplo, embora as diatomáceas (heterokontófitas) possuam atualmente um cloroplasto derivado de algas vermelhas, a detecção de numerosos genes de algas verdes dentro do núcleo da diatomácea sugere que o ancestral da diatomácea já abrigou um cloroplasto derivado de algas verdes, que foi posteriormente substituído pelo cloroplasto vermelho. Arabidopsis pode ser atribuída às origens do cloroplasto, sendo responsável por cerca de 4.500 genes codificadores de proteínas. Além disso, vários casos recentes de transferência de genes do DNA do cloroplasto para o genoma nuclear foram documentados em plantas terrestres.

Das aproximadamente 3.000 proteínas identificadas nos cloroplastos, cerca de 95% são codificadas por genes nucleares. Muitos complexos de proteínas do cloroplasto são compostos de subunidades originárias tanto do genoma do cloroplasto quanto do genoma nuclear do hospedeiro, necessitando de síntese proteica coordenada entre esses dois compartimentos. Embora os cloroplastos estejam predominantemente sob controle nuclear, eles também podem emitir sinais que regulam a expressão genética nuclear, um processo conhecido como sinalização retrógrada. Investigações recentes sugerem que componentes da rede de sinalização retrógrada, anteriormente considerada exclusiva das plantas terrestres, na verdade surgiram em um progenitor de algas e foram integrados em coortes de genes co-expressos nos parentes de algas mais próximos das plantas terrestres.

Síntese de Proteínas

A síntese de proteínas dentro dos cloroplastos depende de duas RNA polimerases distintas: uma codificada pelo DNA do cloroplasto e outra de origem nuclear. Estas duas RNA polimerases podem reconhecer e ligar-se a sequências promotoras distintas dentro do genoma do cloroplasto. Além disso, os ribossomos do cloroplasto apresentam semelhanças estruturais com os ribossomos bacterianos.

Direcionamento e importação de proteínas

Devido à extensa transferência de genes do cloroplasto para o núcleo, numerosas proteínas originalmente destinadas à tradução do cloroplasto são agora sintetizadas no citoplasma da célula vegetal. Posteriormente, estas proteínas requerem um redirecionamento direcionado de volta ao cloroplasto e devem atravessar um mínimo de duas membranas do cloroplasto para serem importadas. Curiosamente, aproximadamente metade dos produtos proteicos derivados de genes transferidos não são subsequentemente direcionados de volta ao cloroplasto. Em vez disso, muitos sofreram exaptação, adquirindo novas funções, como envolvimento na divisão celular, roteamento de proteínas e até resistência a doenças. Um número limitado de genes do cloroplasto foi integrado ao genoma mitocondrial; embora a maioria tenha evoluído para pseudogenes não funcionais, alguns genes de tRNA permanecem ativos na mitocôndria. Além disso, certos produtos proteicos do DNA do cloroplasto transferido são direcionados para a via secretora. Isso ocorre apesar de muitos plastídios secundários serem envoltos por uma membrana mais externa originária da membrana celular do hospedeiro, que os posiciona topologicamente fora da célula, já que atravessar a membrana celular a partir do citosol implica entrada no espaço extracelular. Consequentemente, nesses casos, as proteínas destinadas ao cloroplasto utilizam inicialmente a via secretora.

Predominantemente, mas não universalmente, as proteínas de cloroplasto codificadas nuclearmente são traduzidas incorporando um peptídeo de trânsito clivável, que é anexado ao terminal N do precursor da proteína. Ocasionalmente, esta sequência de trânsito pode estar localizada no terminal C da proteína ou incorporada no seu domínio funcional.

Transportar proteínas e translocons de membrana

Após a síntese de um polipeptídeo de cloroplasto em um ribossomo citosólico, uma enzima específica fosforila, ou adiciona um grupo fosfato, às sequências de trânsito de numerosos (embora não todos) desses polipeptídeos. Esta fosforilação facilita a ligação de várias proteínas ao polipeptídeo, inibindo assim o dobramento prematuro. Este mecanismo é crucial, pois evita que as proteínas do cloroplasto adotem a sua conformação ativa e executem as suas funções específicas do cloroplasto de forma inadequada dentro do citosol. Ao mesmo tempo, estes polipéptidos devem reter integridade estrutural suficiente para serem reconhecidos pelo cloroplasto. Além disso, essas proteínas associadas auxiliam na importação do polipeptídeo para o cloroplasto. Posteriormente, as proteínas do cloroplasto destinadas ao estroma são obrigadas a atravessar dois complexos proteicos distintos: o complexo TOC, ou translocon na membrana externa do cloroplasto, e o translocon TIC, ou translocon no translocon da membrana do cloroplasto interno. É provável que as cadeias polipeptídicas do cloroplasto passem frequentemente através de ambos os complexos simultaneamente; no entanto, o complexo TIC também possui a capacidade de recuperar pré-proteínas que foram deslocadas no espaço intermembrana.

Estrutura

Em plantas terrestres, os cloroplastos normalmente exibem uma morfologia em forma de lente, medindo 3–10 μm de diâmetro e 1–3 μm de espessura. Os cloroplastos de mudas de milho possuem volume aproximado de 20 μm³. Uma gama mais extensa de morfologias de cloroplastos é observada entre as algas, que frequentemente contêm um cloroplasto solitário. Este cloroplasto único pode adotar várias formas, como uma rede (por exemplo, Oedogonium), um copo (por exemplo, Chlamydomonas), uma espiral em forma de fita circundando a periferia da célula (por exemplo, Spirogyra), ou faixas levemente torcidas posicionadas nas margens da célula (por exemplo, Sirogonium). Certas espécies de algas possuem dois cloroplastos por célula; estes têm formato de estrela em Zygnema ou podem ter o formato de metade da célula na ordem Desmidiales. Em algumas algas, o cloroplasto ocupa a maior parte do volume celular, acomodando invaginações para o núcleo e outras organelas; por exemplo, certas espécies de Chlorella apresentam um cloroplasto em forma de taça que preenche uma parte substancial da célula.

Todos os cloroplastos são caracterizados pela presença de pelo menos três sistemas de membrana distintos: a membrana externa do cloroplasto, a membrana interna do cloroplasto e o sistema tilacóide. As duas membranas mais internas da bicamada lipídica que envolvem todos os cloroplastos são homólogas às membranas externa e interna da parede celular gram-negativa da cianobactéria ancestral, em vez de se originarem da membrana fagossômica do hospedeiro, que provavelmente foi perdida. Os cloroplastos resultantes da endossimbiose secundária podem possuir membranas adicionais externas a esses três. Dentro dos limites das membranas externa e interna do cloroplasto encontra-se o estroma do cloroplasto, um fluido semi-gelatina que constitui uma porção significativa do volume do cloroplasto e no qual o sistema tilacóide está suspenso.

Existem mal-entendidos predominantes em relação às membranas externa e interna do cloroplasto. A presença de uma membrana dupla envolvendo os cloroplastos é frequentemente apresentada como evidência de sua descendência de cianobactérias endossimbióticas. Esta observação é muitas vezes interpretada erroneamente para sugerir que a membrana externa do cloroplasto se formou a partir do dobramento da membrana da célula hospedeira para criar uma vesícula ao redor da cianobactéria ancestral. Esta interpretação está incorreta; ambas as membranas do cloroplasto são homólogas às membranas duplas originais da cianobactéria.

A membrana dupla do cloroplasto também é frequentemente justaposta à membrana dupla mitocondrial. No entanto, esta é uma comparação injustificada, uma vez que a membrana mitocondrial interna é fundamental no funcionamento das bombas de protões e na facilitação da fosforilação oxidativa para gerar energia ATP. A única estrutura do cloroplasto que pode ser considerada análoga a ela é o sistema tilacóide interno. No entanto, em relação à direção do fluxo iônico, o movimento do íon H + do cloroplasto é oposto ao observado durante a fosforilação oxidativa nas mitocôndrias. Além disso, em termos de função, a membrana interna do cloroplasto, que regula a passagem de metabólitos e sintetiza certos materiais, carece de um homólogo funcional na mitocôndria.

Membrana externa de cloroplasto

A membrana externa do cloroplasto funciona como uma barreira semipermeável, permitindo prontamente a difusão de pequenas moléculas e íons. Por outro lado, é impermeável a proteínas maiores, necessitando que os polipeptídeos do cloroplasto sintetizados no citoplasma da célula sejam transportados através desta membrana pelo complexo TOC, também conhecido como translocon na membrana externa do cloroplasto. As membranas do cloroplasto ocasionalmente se estendem para o citoplasma, formando um estromule, ou stromum túbulocontendo. Os estrómulos são pouco frequentes nos cloroplastos, mas são consideravelmente mais comuns em outros plastídios, como os cromoplastos nas pétalas e os amiloplastos nas raízes. Supõe-se que sua existência aumente a área de superfície do cloroplasto para transporte transmembranar, dada sua frequente ramificação e emaranhamento com o retículo endoplasmático. Após sua observação inicial em 1962, alguns biólogos vegetais rejeitaram essas estruturas como artefatos, postulando que os estrómulos eram apenas cloroplastos de formato incomum com regiões contraídas ou cloroplastos em divisão. No entanto, o acúmulo de evidências indica agora que os estrómulos são componentes funcionais e integrais dos plastídios das células vegetais, e não apenas artefatos experimentais.

Espaço intermembranar e parede de peptidoglicano

Normalmente, existe um espaço intermembrana fino, com aproximadamente 10–20 nanômetros de espessura, entre as membranas externa e interna do cloroplasto.

Os cloroplastos das algas glaucófitas possuem uma camada de peptidoglicano situada entre suas membranas. Essa camada corresponde à parede celular do peptidoglicano de seus ancestrais cianobacterianos, que estava localizada entre suas duas membranas celulares. Esses cloroplastos específicos são designados como muroplastos (derivados do latim "mura", que significa "parede"). Presume-se inicialmente que outros cloroplastos tenham sofrido a perda desta parede cianobacteriana, resultando em um espaço intermembranar entre as duas membranas do envelope do cloroplasto, mas desde então também foi identificado em musgos, licófitas e samambaias.

Membrana interna de cloroplasto

A membrana interna do cloroplasto delineia o estroma e governa a translocação de materiais para dentro e para fora do cloroplasto. Depois de atravessar o complexo TOC na membrana externa do cloroplasto, os polipeptídeos devem subsequentemente passar através do complexo TIC (translocon na membrana inner do cloroplasto), que está situado dentro da membrana interna do cloroplasto. Além disso, além de regular a passagem do material, a membrana interna do cloroplasto serve como local para a biossíntese de gordura. ácidos, lipídios e carotenóides.

Retículo periférico

Uma estrutura conhecida como retículo periférico do cloroplasto está presente em certos cloroplastos. Este retículo é freqüentemente observado nos cloroplastos de plantas C₄, mas sua presença também foi documentada em algumas angiospermas C₃ e até mesmo em gimnospermas específicas. Estruturalmente, o retículo periférico do cloroplasto compreende uma intrincada rede de túbulos e vesículas membranosas, que são contínuos com a membrana interna do cloroplasto e se projetam no fluido estromal interno do cloroplasto. Sua suposta função envolve aumentar a área de superfície do cloroplasto, facilitando assim o transporte transmembranar entre o estroma e o citoplasma celular. A presença ocasional de pequenas vesículas sugere um papel como transportadores, mediando o movimento de substâncias entre os tilacóides e o espaço intermembrana.

O Stroma

O estroma é definido como o fluido aquoso, alcalino, rico em proteínas, situado dentro da membrana interna do cloroplasto, mas externo ao espaço tilacóide, análogo ao citosol da cianobactéria ancestral. Dentro do estroma, vários componentes estão suspensos, incluindo nucleóides do DNA do cloroplasto, ribossomos do cloroplasto, o sistema tilacóide com seus plastoglóbulos associados, grânulos de amido e numerosas proteínas. Crucialmente, o ciclo de Calvin, responsável pela fixação de CO₂ em gliceraldeído-3-fosfato (G3P), ocorre dentro do estroma.

Ribossomos de cloroplasto

Os cloroplastos possuem ribossomos intrínsecos, que são utilizados para a síntese de um subconjunto limitado de suas proteínas. Esses ribossomos do cloroplasto têm aproximadamente dois terços do tamanho de suas contrapartes citoplasmáticas, medindo cerca de 17 nm em comparação com 25 nm. Sua função envolve a tradução de RNAs mensageiros (mRNAs) transcritos do DNA do cloroplasto em proteínas. Embora exibam semelhanças com os ribossomos bacterianos, a tradução do cloroplasto é caracterizada por uma complexidade maior do que a observada nas bactérias, necessitando da inclusão de certas características específicas do cloroplasto em sua estrutura ribossômica. e procariontes. Esta ausência particular é raramente documentada em outros plastídios e organismos procarióticos. Além disso, um rRNA 4.5S adicional, exibindo homologia com a cauda 3' do rRNA 23S, foi identificado em plantas "superiores".

Plastoglóbulos

Plastoglóbulos (singular plastoglóbulo, ocasionalmente escrito plastoglóbulo(s)) são estruturas esféricas lipídico-proteicas, normalmente medindo aproximadamente 45-60 nanômetros de diâmetro. Cada plastoglóbulo é envolto por uma monocamada lipídica. Embora onipresente em todos os cloroplastos, sua abundância aumenta significativamente sob condições de estresse oxidativo ou durante a senescência do cloroplasto e sua transformação em gerontoplasto. Sob estas condições específicas, os plastoglóbulos também apresentam uma gama mais ampla de tamanhos. Além disso, eles são predominantes nos etioplastos, embora seu número diminua à medida que os etioplastos se diferenciam em cloroplastos maduros.

Os plastoglóbulos encapsulam proteínas estruturais e maquinaria enzimática crucial para a síntese lipídica e processos metabólicos. Sua composição lipídica é diversa, abrangendo compostos como plastoquinona, vitamina E, carotenóides e clorofilas. Historicamente, supunha-se que os plastoglóbulos existiam como entidades flutuantes dentro do estroma; no entanto, o entendimento atual postula sua ligação permanente a uma membrana tilacóide ou a outro plastoglóbulo já ancorado a um tilacóide. Este arranjo facilita a troca de seu conteúdo com a rede tilacóide. Dentro dos cloroplastos verdes saudáveis, a forma predominante de plastoglóbulos é singular, com ligação direta ao tilacóide associado. Por outro lado, em cloroplastos senescentes ou estressados, os plastoglóbulos frequentemente se agregam em grupos ou cadeias ligadas, mantendo consistentemente sua ancoragem a um tilacóide.

Os plastoglóbulos originam-se da formação de uma bolha lipídica entre as camadas da bicamada lipídica da membrana tilacóide ou do brotamento de plastoglóbulos pré-existentes; criticamente, eles não se separam para flutuar livremente dentro do estroma. Praticamente todos os plastoglóbulos se desenvolvem nas margens altamente curvas dos discos ou lâminas tilacóides ou próximo a elas. Sua prevalência também é maior nos tilacóides do estroma em comparação com aqueles encontrados nos grana.

Grânulos de amido

Grânulos de amido são frequentemente observados dentro dos cloroplastos, geralmente ocupando aproximadamente 15% do volume da organela. Porém, em outros plastídios, como os amiloplastos, esses grânulos podem atingir tamanhos suficientes para deformar a morfologia da organela. Esses grânulos representam acúmulos não encapsulados de amido dentro do estroma, sem membrana circundante.

Os grânulos de amido emergem e se expandem durante o dia, coincidindo com a síntese de açúcar do cloroplasto. Por outro lado, eles são catabolizados durante o período noturno para apoiar a respiração e sustentar a translocação do açúcar para o floema. No entanto, em cloroplastos maduros, o consumo completo de um grânulo de amido ou a formação de um novo é uma ocorrência pouco frequente.

A composição e localização dos grânulos de amido apresentam variabilidade entre linhagens distintas de cloroplastos. Por exemplo, nas algas vermelhas, esses grânulos estão situados no citoplasma e não no cloroplasto. Além disso, os cloroplastos mesofílicos nas plantas C₄, que não estão envolvidos na síntese de açúcar, não contêm grânulos de amido.

RuBisCO

O estroma do cloroplasto abriga inúmeras proteínas, sendo RuBisCO a mais prevalente e crucial, tornando-a potencialmente a proteína mais abundante em todo o mundo. Esta enzima é responsável pela fixação do CO₂ nas moléculas de açúcar. Embora RuBisCO seja abundante em todos os cloroplastos em plantas C₃, sua presença em plantas C₄ é restrita aos cloroplastos da bainha do feixe, onde o ciclo de Calvin ocorre em plantas C§6_7§.

Pirenóides

Os pirenóides são estruturas presentes nos cloroplastos de certas antóceros e algas, mas ausentes nas plantas superiores. Esses corpos aproximadamente esféricos e altamente refrativos servem como locais para acúmulo de amido nos organismos que os possuem. Estruturalmente, os pirenóides compreendem uma matriz eletronopaca envolta por duas placas hemisféricas de amido. A deposição de amido ocorre à medida que os pirenóides sofrem maturação. Em algas equipadas com mecanismos de concentração de carbono, a enzima RuBisCO está localizada nos pirenóides. Além disso, o amido também pode acumular-se em torno dos pirenóides durante períodos de escassez de CO₂. Os pirenóides são capazes de se dividir para gerar novos pirenóides ou podem ser formados *de novo*.

Sistema Tilacóide

Tilacóides (ocasionalmente escritos como tilacóides) são sacos diminutos e interconectados que encapsulam as membranas onde ocorrem as reações da fotossíntese dependentes da luz. O termo tilacoide origina-se da palavra grega thylakos, que significa "saco".

O sistema tilacóide, um conjunto altamente dinâmico de sacos membranosos conhecidos como tilacóides, está suspenso dentro do estroma do cloroplasto. Este é o local onde reside a clorofila e onde ocorrem as reações da fotossíntese dependentes da luz. Na maioria dos cloroplastos das plantas vasculares, os tilacóides são organizados em pilhas denominadas grana; no entanto, em cloroplastos de plantas C₄ específicos e em alguns cloroplastos de algas, os tilacóides existem como estruturas flutuantes.

Estrutura tilacóide

Sob um microscópio óptico, minúsculos grânulos verdes, posteriormente chamados de grana, são apenas levemente discerníveis. A microscopia eletrônica, no entanto, permitiu uma visualização mais detalhada do sistema tilacóide, revelando sua composição de tilacóides empilhados e achatados formando o grana, ao lado de tilacóides estromais alongados e interconectados que unem grana distintos. Quando observadas com um microscópio eletrônico de transmissão, as membranas dos tilacóides se manifestam como faixas alternadas claras e escuras, medindo 8,5 nanômetros de espessura.

A arquitetura tridimensional do sistema de membrana tilacóide tem sido objeto de considerável debate. Numerosos modelos foram avançados, sendo o modelo helicoidal o mais amplamente aceito, postulando que as pilhas granum de tilacóides são envolvidas por tilacóides estromais helicoidais. Uma alternativa, o 'modelo de bifurcação', derivado do estudo inaugural de tomografia eletrônica das membranas dos tilacóides das plantas, retrata as membranas do estroma como largas folhas lamelares orientadas perpendicularmente às colunas grana, posteriormente bifurcando-se em múltiplos discos paralelos para formar o conjunto granum-estroma. Embora o modelo helicoidal tenha obtido apoio de pesquisas subsequentes, uma determinação de 2019 finalmente consolidou características dos modelos helicoidal e de bifurcação por meio da descoberta de novas junções de membrana helicoidal para canhotos. No entanto, por simplicidade pedagógica, o sistema tilacóide é frequentemente ilustrado usando modelos mais antigos de "hub and spoke", que retratam grana interconectados por tilacóides estromais tubulares.

Grana são compostos de pilhas de tilacóides granais achatados e circulares, estruturalmente análogos às panquecas. Cada granum pode abranger entre dois e cem tilacóides, sendo aqueles que contêm de 10 a 20 tilacóides os mais prevalentes. Circundando a grana estão vários tilacóides estromais helicoidais paralelos e destros, também chamados de trastes ou tilacóides lamelares. Essas hélices ascendem em um ângulo aproximado de 20°, estabelecendo conexões com cada tilacóide granal por meio de uma junção em fenda em forma de ponte.

As lamelas do estroma projetam-se como extensas lâminas ortogonais às colunas grana. Essas folhas se interconectam com hélices destras, diretamente ou por meio de bifurcações que geram superfícies de membrana helicoidais canhotas. As superfícies helicoidais canhotas exibem um ângulo de inclinação comparável às hélices destras (aproximadamente 20°), mas possuem um quarto de seu passo. Cada granum normalmente contém cerca de quatro junções helicoidais canhotas, estabelecendo uma configuração de pitch balanceado de superfícies de membrana helicoidais direitas e canhotas. Estas superfícies, caracterizadas por raios e passos variados, reforçam a rede enquanto minimizam as energias de superfície e de flexão. Apesar das variações na composição das proteínas da membrana em todo o sistema tilacóide, as membranas tilacóides mantêm a continuidade, formando um espaço labiríntico singular e contínuo.

Composição tilacóide

Incorporados nas membranas dos tilacóides estão complexos proteicos cruciais responsáveis pela execução das reações luminosas da fotossíntese. O fotossistema II e o fotossistema I incorporam complexos coletores de luz contendo clorofila e carotenóides, que capturam a energia luminosa para energizar os elétrons. Posteriormente, moléculas específicas dentro da membrana do tilacóide utilizam esses elétrons energizados para translocar íons de hidrogênio para o espaço do tilacóide, diminuindo assim o pH e tornando-o ácido. A ATP sintase, um complexo proteico substancial, aproveita o gradiente de concentração de íons de hidrogênio dentro do espaço tilacóide para sintetizar ATP à medida que esses íons efluem para o estroma, análogo à operação de uma turbina de barragem. Os tilacóides são categorizados em dois tipos principais: tilacóides granais, organizados em grana, e tilacóides estromais, que fazem interface com o estroma. Os tilacóides granais são estruturas circulares e discóides, com aproximadamente 300–600 nanômetros de diâmetro. Os tilacóides estromais são lâminas helicoidais que circunscrevem a grana. As superfícies planas dos tilacóides granais acomodam exclusivamente o complexo proteico comparativamente plano do fotossistema II. Este arranjo estrutural facilita seu empilhamento compacto, formando grana composta por numerosas camadas de membrana estreitamente comprimida, denominada membrana granal, aumentando assim a estabilidade e aumentando a área de superfície disponível para absorção de luz. Em contraste, o fotossistema I e a ATP sintase são complexos proteicos substanciais que se projetam no estroma. Devido ao seu tamanho, eles são incompatíveis com as membranas granais comprimidas e, consequentemente, estão localizados dentro da membrana dos tilacóides estromais, especificamente nas periferias dos discos dos tilacóides granais e ao longo dos tilacóides estromais. Esses grandes complexos proteicos funcionam potencialmente como espaçadores estruturais entre as camadas tilacóides do estroma.

O número de tilacóides e a área total de tilacóides dentro de um cloroplasto são modulados pela exposição à luz. Os cloroplastos submetidos a condições de sombra apresentam granas maiores e mais numerosas, possuindo maior área de membrana tilacóide, em comparação com cloroplastos expostos a iluminação intensa, que apresentam granas menores e em menor quantidade com área de tilacóide reduzida. A extensão geral do sistema tilacóide pode sofrer alterações em poucos minutos após alterações na exposição à luz ou sua remoção.

Pigmentos e coloração de cloroplastos

Dentro dos fotossistemas embutidos nas membranas dos tilacóides do cloroplasto residem diversos pigmentos fotossintéticos, que são responsáveis pela absorção e transferência de energia luminosa. Os tipos específicos de pigmentos presentes variam entre os diferentes grupos de cloroplastos, sendo responsáveis ​​pelo amplo espectro de colorações de cloroplastos observadas. Por outro lado, outros tipos de plastídios, incluindo leucoplastos e cromoplastos, possuem conteúdo mínimo de clorofila e não estão envolvidos na fotossíntese.

Clorofilas

A clorofila a está universalmente presente em todos os cloroplastos e em seus progenitores cianobacterianos. A clorofila a funciona como um pigmento azul esverdeado, contribuindo significativamente para a coloração característica da maioria das cianobactérias e cloroplastos. Existem variantes adicionais de clorofila, incluindo os pigmentos acessórios clorofila b, clorofila c, clorofila d e clorofila f.

A clorofila b é um pigmento verde-oliva identificado exclusivamente nos cloroplastos de plantas, algas verdes, cloroplastos secundários derivados da endossimbiose secundária de uma alga verde e certas cianobactérias. A presença combinada de clorofilas a e b confere a tonalidade verde característica à maioria dos cloroplastos de plantas e algas verdes.

A clorofila c é detectada principalmente em cloroplastos endossimbióticos secundários originários de algas vermelhas, apesar de sua ausência nos cloroplastos das próprias algas vermelhas. Além disso, a clorofila c está presente em certas algas verdes e cianobactérias.

As clorofilas d e f são pigmentos observados exclusivamente em espécies específicas de cianobactérias.

Carotenóides

Além das clorofilas, os fotossistemas também contêm carotenóides, uma classe de pigmentos amarelo-laranja. Aproximadamente trinta carotenóides fotossintéticos distintos foram identificados. Esses compostos facilitam a transferência e dissipação do excesso de energia, e seus tons vibrantes podem ocasionalmente mascarar o verde da clorofila, como observado durante a senescência outonal das folhas em certas plantas terrestres. O beta-caroteno, um carotenóide vermelho-laranja proeminente, é onipresente na maioria dos cloroplastos, semelhante à clorofila a. As xantofilas, particularmente a zeaxantina vermelho-alaranjada, também são predominantes. Numerosas outras variantes de carotenóides estão restritas a linhagens específicas de cloroplastos.

Ficobilinas

As ficobilinas constituem uma terceira categoria de pigmentos presentes nas cianobactérias, bem como nos cloroplastos das glaucófitas, algas vermelhas e criptófitas. Esses pigmentos exibem um amplo espectro de cores; por exemplo, a ficoeritrina é responsável pela coloração vermelha característica de muitas algas vermelhas. As ficobilinas freqüentemente se agrupam em complexos proteicos substanciais, com aproximadamente 40 nanômetros de diâmetro, conhecidos como ficobilossomas. Semelhante ao fotossistema I e à ATP sintase, os ficobilissomos se projetam para o estroma, inibindo assim o empilhamento de tilacóides dentro dos cloroplastos de algas vermelhas. Por outro lado, os cloroplastos criptófitos e certas cianobactérias não organizam seus pigmentos de ficobilina em ficobilossomas, retendo-os dentro do lúmen do tilacóide.

Cloroplastos especializados em plantas C₄

Durante a fotossíntese, os cloroplastos empregam a enzima RuBisCO para fixar dióxido de carbono em moléculas de açúcar. No entanto, RuBisCO apresenta uma especificidade fraca, lutando para diferenciar entre dióxido de carbono e oxigênio. Consequentemente, sob concentrações elevadas de oxigênio, RuBisCO catalisa inadvertidamente a adição de oxigênio aos precursores de açúcar. Este processo, conhecido como fotorrespiração, resulta no gasto de energia ATP e na liberação de CO₂ sem qualquer produção líquida de açúcar. Isto representa um desafio significativo, uma vez que o O₂ é gerado pelas reações iniciais da fotossíntese dependentes da luz, prejudicando subsequentemente a eficiência do ciclo de Calvin dependente de RuBisCO.

As plantas C₄ desenvolveram um mecanismo para contornar este problema, separando espacialmente as reações dependentes da luz do ciclo de Calvin. As reações dependentes de luz, que armazenam energia luminosa em ATP e NADPH, ocorrem dentro das células do mesofilo de uma folha C₄. Por outro lado, o ciclo de Calvin, que utiliza essa energia armazenada para sintetizar açúcar via RuBisCO, é conduzido nas células da bainha do feixe, uma camada de células que envolve os feixes vasculares dentro da folha. Consequentemente, os cloroplastos dentro do mesofilo C₄ e das células da bainha do feixe exibem especializações distintas adaptadas a estágios fotossintéticos específicos. Os cloroplastos mesofílicos são adaptados para as reações dependentes de luz, caracterizadas pela ausência de RuBisCO e pela presença de grana e tilacóides convencionais, que facilitam a produção de ATP, NADPH e oxigênio. Esses cloroplastos sequestram CO₂ dentro de um composto de quatro carbonos, um mecanismo que define a fotossíntese C§56§. Este composto de quatro carbonos é posteriormente translocado para os cloroplastos da bainha do feixe, onde libera CO§8_{9§ antes de retornar ao mesofilo. Os cloroplastos da bainha do feixe não realizam as reações dependentes da luz, evitando assim o acúmulo de oxigênio e a subsequente interferência na atividade do RuBisCO. Conseqüentemente, eles não possuem tilacóides organizados em pilhas de grana; no entanto, os cloroplastos da bainha do feixe possuem tilacóides flutuantes dentro do estroma, onde conduzem o fluxo cíclico de elétrons - um processo acionado pela luz para a síntese de ATP que alimenta o ciclo de Calvin sem gerar oxigênio. Esses cloroplastos são desprovidos do fotossistema II, contendo apenas o fotossistema I, que é o único complexo proteico necessário para o fluxo cíclico de elétrons. Dado o seu papel principal na execução do ciclo de Calvin e na síntese de açúcares, os cloroplastos da bainha do feixe acumulam frequentemente grãos de amido substanciais.}

Ambos os tipos de cloroplastos contêm quantidades significativas de retículo periférico de cloroplasto, o que aumenta a sua área de superfície para um transporte eficiente de materiais. Os cloroplastos mesofílicos normalmente exibem uma abundância ligeiramente maior de retículo periférico em comparação com os cloroplastos da bainha do feixe.

Função e química

Cloroplastos de células guarda

Ao contrário da maioria das células epidérmicas, as células guarda dos estômatos das plantas possuem cloroplastos relativamente bem desenvolvidos. No entanto, o seu papel funcional preciso continua a ser um tema de debate contínuo.

Imunidade inata das plantas

As plantas não possuem células imunológicas especializadas; em vez disso, todas as células vegetais contribuem para a resposta imunológica da planta. Os cloroplastos, juntamente com o núcleo, a membrana celular e o retículo endoplasmático, são componentes essenciais na defesa contra patógenos. Devido ao seu papel integral na resposta imunológica das células vegetais, o cloroplasto é frequentemente alvo de patógenos.

As plantas exibem duas respostas imunes primárias: a resposta de hipersensibilidade (HR) e a resistência sistêmica adquirida (SAR). O HR envolve o auto-isolamento e a morte celular programada de células infectadas. Por outro lado, a SAR implica que as células infectadas liberem moléculas sinalizadoras que alertam as partes não infectadas da planta sobre a presença de um patógeno. Os cloroplastos ativam ambas as respostas ao comprometer intencionalmente a sua maquinaria fotossintética, gerando assim espécies reativas de oxigênio (ROS). Concentrações elevadas de ERO induzem a resposta de hipersensibilidade e eliminam diretamente os patógenos intracelulares. Por outro lado, níveis mais baixos de ERO iniciam resistência adquirida sistêmica, estimulando a síntese de moléculas de defesa em toda a planta.

Durante infecções patogênicas, observou-se que os cloroplastos em certas espécies de plantas se deslocam tanto para o local da infecção quanto para o núcleo.

Os cloroplastos funcionam como sensores celulares, detectando estresse intracelular, potencialmente induzido por patógenos. Após a detecção de estresse, os cloroplastos sintetizam moléculas sinalizadoras de defesa, como ácido salicílico, ácido jasmônico, óxido nítrico e espécies reativas de oxigênio (ROS). Dada a sua instabilidade inerente, as ERO provavelmente não saem do cloroplasto, mas transmitem o seu sinal para uma molécula mensageira secundária não identificada. Coletivamente, essas moléculas iniciam a sinalização retrógrada, um processo em que os sinais derivados dos cloroplastos modulam a expressão do gene nuclear. Além de seu papel na sinalização de defesa, os cloroplastos, em conjunto com os peroxissomos, contribuem para a biossíntese do jasmonato, uma molécula de defesa crucial. Os cloroplastos são responsáveis pela síntese de todos os ácidos graxos dentro de uma célula vegetal, incluindo o ácido linoléico, que serve como precursor do jasmonato.

Fotossíntese

Uma função primária dos cloroplastos é o seu envolvimento na fotossíntese, o processo bioquímico que converte a energia luminosa em energia química, que subsequentemente gera açúcares como combustível metabólico. Este processo utiliza água (H₂O) e dióxido de carbono (CO₂) na presença de energia luminosa para produzir açúcar e oxigênio (O§4_{5§). A fotossíntese compreende duas etapas distintas: as reações dependentes da luz, caracterizadas pela fotólise da água para produzir oxigênio, e as reações independentes da luz, também conhecidas como ciclo de Calvin, que sintetiza moléculas de açúcar a partir do dióxido de carbono. Essas duas fases são interligadas pelas moléculas transportadoras de energia adenosina trifosfato (ATP) e nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato (NADP⁺).}

Reações dependentes de luz

As reações dependentes de luz ocorrem nas membranas dos tilacóides, onde a energia luminosa é capturada e convertida em energia química armazenada em NADPH, uma forma reduzida de NADP⁺, e ATP, que subsequentemente alimentam as reações independentes de luz.

Transportadores de energia

O trifosfato de adenosina (ATP) representa o derivado fosforilado do difosfato de adenosina (ADP), servindo como moeda de energia primária para a maioria dos processos celulares. O ATP é considerado o estado de alta energia, enquanto o ADP significa um estado parcialmente desenergizado. NADP⁺ funciona como um transportador de elétrons, transportando elétrons de alta energia. Durante as reações dependentes de luz, o NADP⁺ sofre redução ao adquirir elétrons, formando assim o NADPH.

Fotofosforilação

Análogos às mitocôndrias, os cloroplastos aproveitam a energia potencial inerente a um gradiente de prótons (H⁺) para sintetizar ATP. Dois fotossistemas absorvem energia luminosa, excitando elétrons derivados da água, que são então transferidos ao longo de uma cadeia de transporte de elétrons. Moléculas intermediárias dentro desta cadeia utilizam a energia do elétron para transportar ativamente prótons para o lúmen do tilacóide, estabelecendo um gradiente de concentração substancial, com concentrações de prótons potencialmente mil vezes maiores dentro do sistema tilacóide em comparação com o estroma. Esses prótons subsequentemente se difundem ao longo de seu gradiente eletroquímico, saindo do lúmen do tilacóide para o estroma via ATP sintase. A ATP sintase catalisa a fosforilação do difosfato de adenosina em trifosfato de adenosina (ATP), utilizando a energia liberada pelo fluxo de prótons. Dado que a ATP sintase do cloroplasto está orientada para o estroma, o ATP é sintetizado neste compartimento, tornando-o prontamente disponível para as reações independentes de luz.

NADP⁺ Redução

Os elétrons são frequentemente desviados das cadeias de transporte de elétrons para reduzir o NADP⁺ a NADPH. Semelhante à ATP sintase, a enzima ferredoxina-NADP⁺ redutase, responsável pela redução do NADP⁺, libera o NADPH sintetizado diretamente no estroma, onde é imediatamente utilizado pelas reações independentes de luz.

A redução de NADP⁺ necessita da reposição de elétrons nas cadeias de transporte de elétrons. Esta função crucial é desempenhada pelo fotossistema II, que cliva as moléculas de água (H₂O) para extrair elétrons de seus átomos de hidrogênio constituintes.

Fotofosforilação cíclica

Em contraste com o fotossistema II, que fotolisa a água para adquirir e energizar novos elétrons, o fotossistema I funciona reenergizando elétrons que foram esgotados no terminal de uma cadeia de transporte de elétrons. Normalmente, esses elétrons reenergizados são aceitos pelo NADP⁺; no entanto, eles podem ocasionalmente recircular através de cadeias adicionais de transporte de elétrons que bombeiam H+. Esta recirculação facilita a translocação de mais íons de hidrogênio para o espaço tilacóide, aumentando assim a produção de ATP. Este processo é denominado fotofosforilação cíclica devido à reciclagem de elétrons. A fotofosforilação cíclica é frequentemente observada em plantas C₄, que apresentam maior demanda por ATP em comparação ao NADPH.

Reações obscuras

O ciclo de Calvin, também conhecido como reações escuras, compreende uma sequência de processos bioquímicos que assimilam CO₂ em moléculas de açúcar gliceraldeído-3-fosfato (G3P). Este ciclo utiliza a energia e os elétrons derivados do ATP e NADPH gerados durante as reações dependentes de luz. O ciclo de Calvin está localizado no estroma do cloroplasto.

Embora designados como "reações escuras", esses processos ocorrem predominantemente na presença de luz na maioria das espécies de plantas, dada a sua dependência dos produtos sintetizados durante as reações dependentes de luz.

Fixação de carbono e síntese G3P

O ciclo de Calvin inicia-se com a ação enzimática do RuBisCO, que catalisa a fixação de CO₂ em moléculas de ribulose-1,5-bifosfato (RuBP) de cinco carbonos. Esta reação produz intermediários instáveis ​​de seis carbonos que se dissociam prontamente em moléculas de três carbonos, especificamente ácido 3-fosfoglicérico (3-PGA). O ATP e o NADPH produzidos durante as reações luminosas são posteriormente empregados para converter 3-PGA em moléculas de açúcar gliceraldeído-3-fosfato (G3P). Embora a maioria das moléculas G3P sejam regeneradas em RuBP através do gasto de ATP adicional, uma em cada seis moléculas G3P sintetizadas sai do ciclo, representando o produto final das reações escuras.

Açúcares e Amidos

O gliceraldeído-3-fosfato pode dimerizar para sintetizar sacarídeos maiores, incluindo glicose e frutose. Esses monossacarídeos passam por processamento adicional, levando à formação de sacarose, um dissacarídeo amplamente reconhecido como açúcar de mesa. Essa via sintética, entretanto, ocorre no citoplasma, externamente ao cloroplasto. Alternativamente, dentro do cloroplasto, os monômeros de glicose podem ser polimerizados para produzir amido, que posteriormente se acumula como grãos de amido. Sob condições ambientais específicas, tais como concentrações atmosféricas elevadas de CO₂, estes grãos de amido podem expandir-se consideravelmente, causando potencialmente distorção dos grana e dos tilacóides. Embora os grânulos de amido desloquem os tilacóides, eles não comprometem a sua integridade estrutural. Além disso, as condições de raízes encharcadas podem induzir a acumulação de amido nos cloroplastos, potencialmente atribuível a uma exportação reduzida de sacarose do cloroplasto (ou, mais precisamente, da célula vegetal). Este fenômeno esgota as reservas de fosfato disponíveis na planta, promovendo indiretamente a síntese do amido do cloroplasto. Embora tenha sido observada uma associação com taxas fotossintéticas diminuídas, os próprios grãos de amido podem não impedir substancialmente a eficiência fotossintética; em vez disso, podem representar uma consequência secundária de outro fator que suprime a fotossíntese.

Fotorrespiração

A fotorrespiração pode ocorrer sob condições de elevada concentração de oxigênio. A enzima RuBisCO apresenta especificidade limitada, muitas vezes não conseguindo diferenciar adequadamente entre oxigênio e dióxido de carbono, o que pode levar à incorporação errônea de O₂ em vez de CO₂ em RuBP. Este processo diminui a eficiência fotossintética ao consumir ATP e oxigênio, liberando CO§4_{5§ e não sintetizando açúcares. Pode resultar na perda de até metade do carbono assimilado pelo ciclo de Calvin. Consequentemente, várias linhagens evolutivas desenvolveram mecanismos para aumentar a concentração de dióxido de carbono em relação ao oxigênio dentro do cloroplasto, aumentando assim a eficiência fotossintética. Essas adaptações são denominadas mecanismos de concentração de dióxido de carbono (CCMs) e abrangem o metabolismo ácido das Crassuláceas, fixação de carbono C§67§ e pirenóides. Notavelmente, os cloroplastos em plantas C§89§ exibem um dimorfismo característico.}

pH

Devido ao gradiente de H+ mantido através da membrana do tilacóide, o lúmen do tilacóide exibe um ambiente ácido, normalmente com um pH de aproximadamente 4, enquanto o estroma mantém um pH ligeiramente básico em torno de 8. O pH estromal ideal para o ciclo de Calvin é 8,1; a reação quase cessa quando o pH cai abaixo de 7,3.

O dióxido de carbono (CO₂) dissolvido em água pode gerar ácido carbônico, potencialmente perturbando o equilíbrio do pH dos cloroplastos isolados e, assim, impedindo os processos fotossintéticos, apesar do CO₂ ser um substrato para a fotossíntese. No entanto, os cloroplastos dentro de células vegetais vivas exibem uma suscetibilidade significativamente reduzida a esse efeito.

Os cloroplastos possuem a capacidade de transportar ativamente íons K⁺ e H⁺ através de suas membranas, utilizando um sistema de transporte acionado pela luz cujos mecanismos ainda não estão totalmente elucidados.

A iluminação induz uma diminuição substancial no pH do lúmen do tilacóide, potencialmente em até até 1,5 unidades, simultaneamente com um aumento no pH do estroma em aproximadamente uma unidade.

Biossíntese de aminoácidos

Dentro do estroma, os cloroplastos são responsáveis pela síntese de quase todos os aminoácidos exigidos por uma célula vegetal, com exceção dos aminoácidos que contêm enxofre, como a cisteína e a metionina. Embora a cisteína seja produzida dentro do cloroplasto (e proplastídeo), a sua síntese também ocorre no citosol e nas mitocôndrias, provavelmente devido a desafios na permeabilidade da membrana para o seu transporte para locais de utilização. Embora se saiba que os cloroplastos geram precursores de metionina, os estágios finais da biossíntese de metionina, especificamente se ocorrem dentro da organela ou no citosol, permanecem indeterminados.

Outros Compostos Nitrogenados

Os cloroplastos são os únicos produtores de todas as purinas e pirimidinas – as bases nitrogenadas essenciais integrantes do DNA e do RNA – dentro de uma célula. Além disso, facilitam a conversão do nitrito (NO₂⁻) em amônia (NH§45§), fornecendo assim à planta o nitrogênio necessário para a biossíntese de aminoácidos e nucleotídeos.

Produtos Químicos Adicionais

Os plastídios servem como local principal para a síntese complexa e diversificada de lipídios nas plantas. A fonte de carbono predominante para a formação de lipídios é a acetil-CoA, que se origina como um produto de descarboxilação do piruvato. O piruvato pode entrar no plastídio a partir do citosol por meio de difusão passiva através da membrana após sua geração durante a glicólise. Alternativamente, o piruvato pode ser sintetizado dentro do plastídio a partir do fosfoenolpiruvato, um metabólito produzido no citosol a partir do piruvato ou do PGA. Notavelmente, o acetato citosólico não é utilizado para a biossíntese lipídica dentro do plastídio. Os ácidos graxos normalmente sintetizados no plastídio possuem comprimentos de cadeia de 16 ou 18 carbonos e contêm entre zero e três ligações duplas cis.

A biossíntese de ácidos graxos a partir do acetil-CoA depende fundamentalmente de duas enzimas principais. A acetil-CoA carboxilase catalisa a formação de malonil-CoA, que é essencial para as etapas iniciais e subsequentes de alongamento da síntese. A sintase de ácidos graxos (FAS) constitui um complexo enzimático substancial, incorporando várias enzimas e cofatores, incluindo a proteína transportadora de acila (ACP), que funciona para ligar a cadeia acila em crescimento durante sua síntese. O início desta via sintética envolve a condensação do malonil-ACP com acetil-CoA, produzindo cetobutiril-ACP. As etapas subsequentes incluem duas reações de redução, utilizando NADPH, e uma reação de desidratação, culminando na formação de butiril-ACP. O alongamento da cadeia de ácidos graxos prossegue através de ciclos iterativos de condensação, redução e desidratação do malonil-ACP.

Classes lipídicas adicionais são sintetizadas através da via do metil-eritritol fosfato (MEP), abrangendo compostos como giberelinas, esteróis, ácido abscísico, fitol e uma vasta gama de metabólitos secundários.

Localização

Distribuição dentro de um organismo vegetal

Nem todas as células de um organismo vegetal multicelular possuem cloroplastos. Porém, todas as regiões verdes de uma planta contêm invariavelmente cloroplastos, pois sua cor característica é atribuída à clorofila. As células vegetais que abrigam cloroplastos são predominantemente células do parênquima, embora os cloroplastos também possam ser observados no tecido do colênquima. Uma célula vegetal caracterizada pela presença de cloroplastos é denominada célula de clorênquima. Uma célula de clorênquima representativa em uma planta terrestre normalmente contém aproximadamente 10 a 100 cloroplastos. Embora os cloroplastos estejam presentes nos caules de certas plantas, como os cactos, sua concentração primária na maioria das espécies de plantas está nas folhas. Um único milímetro quadrado de tecido foliar pode acomodar até meio milhão de cloroplastos. Dentro da estrutura foliar, os cloroplastos estão predominantemente localizados nas camadas do mesofilo e nas células guarda dos estômatos. As células do mesofilo em paliçada normalmente abrigam de 30 a 70 cloroplastos por célula, enquanto as células-guarda estomáticas contêm um número comparativamente menor, aproximadamente 8 a 15 por célula, juntamente com um conteúdo de clorofila significativamente reduzido. Além disso, os cloroplastos podem ser encontrados nas células da bainha de uma folha, particularmente em plantas C₄, onde o ciclo de Calvin é conduzido dentro dessas células. Eles estão frequentemente ausentes da camada epidérmica de uma folha.

Localização celular

Motilidade do cloroplasto

Os cloroplastos nas células das plantas e das algas podem ajustar a sua orientação para otimizar a sua posição em relação à luz disponível. Em condições de pouca luz, eles se dispersam em um arranjo semelhante a uma folha, maximizando assim a área de superfície para absorção de luz. Por outro lado, sob luz intensa, procuram proteção alinhando-se em colunas verticais ao longo da parede celular da célula vegetal ou reorientando-se lateralmente para minimizar a exposição direta à luz. Isso atenua a exposição e protege contra danos fotooxidativos. Esta capacidade adaptativa de distribuição de cloroplastos, permitindo a proteção mútua ou a propagação expansiva, pode ser responsável pelo desenvolvimento evolutivo de numerosos cloroplastos pequenos em plantas terrestres, em vez de um número limitado de cloroplastos grandes. O movimento do cloroplasto representa um dos sistemas de estímulo-resposta regulados com mais precisão observados nas plantas. Além disso, observou-se que as mitocôndrias rastreiam os movimentos dos cloroplastos.

Em plantas superiores, o movimento dos cloroplastos é mediado por fototropinas, fotorreceptores de luz azul que também são responsáveis ​​pelo fototropismo das plantas. Em algumas algas, musgos, samambaias e plantas com flores, o movimento do cloroplasto é influenciado pela luz vermelha, além da luz azul, embora comprimentos de onda vermelhos muito longos inibam o movimento em vez de acelerá-lo. Normalmente, a luz azul induz os cloroplastos a buscarem proteção, enquanto a luz vermelha promove sua dispersão para maximizar a absorção de luz.

Investigações envolvendo Vallisneria gigantea, uma planta aquática com flores, demonstraram que os cloroplastos iniciam o movimento cinco minutos após a exposição à luz, embora inicialmente não exibam uma preferência direcional líquida. Os cloroplastos podem migrar ao longo de trilhas de microfilamentos; a observação de que a malha de microfilamentos se reorganiza em uma estrutura de favo de mel ao redor dos cloroplastos após o movimento sugere um papel para os microfilamentos na ancoragem dessas organelas.

Diferenciação, replicação e herança

Os cloroplastos constituem um tipo especializado de organela celular vegetal conhecida como plastídio, embora esses termos sejam ocasionalmente usados como sinônimos. Existem vários outros tipos de plastídios, cada um desempenhando funções distintas. Todos os cloroplastos de uma planta originam-se de proplastídeos indiferenciados presentes no zigoto (óvulo fertilizado). Os proplastídeos estão normalmente localizados nos meristemas apicais das plantas maduras. Nos meristemas da ponta da raiz, os proplastídeos normalmente não se diferenciam em cloroplastos; em vez disso, a formação de amiloplastos que armazenam amido é mais prevalente.

Nos brotos, os proplastídeos originados dos meristemas apicais dos brotos podem se diferenciar progressivamente em cloroplastos nos tecidos fotossintéticos da folha à medida que a folha amadurece, desde que haja exposição adequada à luz. Este processo de desenvolvimento envolve invaginações da membrana plastidial interna, que geram lâminas de membrana que se estendem até o estroma interno. Posteriormente, essas folhas de membrana dobram-se para constituir tilacóides e grana. Caso os brotos das angiospermas não tenham a exposição à luz necessária para a formação de cloroplastos, os proplastídeos podem inicialmente desenvolver-se em um estágio de etioplasto antes de sua maturação em cloroplastos. Um etioplasto é caracterizado como um plastídio desprovido de clorofila, possuindo invaginações na membrana interna que formam uma rede tubular dentro de seu estroma, denominada corpo prolamelar. Embora os etioplastos não tenham clorofila, eles armazenam um precursor amarelo da clorofila. Após a exposição à luz, normalmente em minutos, o corpo prolamelar começa a se reorganizar em pilhas de tilacóides, iniciando a produção de clorofila. Esta transformação, de etioplasto em cloroplasto, dura várias horas. Por outro lado, as gimnospermas não necessitam de luz para o desenvolvimento do cloroplasto.

No entanto, a exposição à luz por si só não garante a diferenciação de um proplastídeo em um cloroplasto. O destino do desenvolvimento de um proplastídeo, seja ele um cloroplasto ou outro tipo de plastídeo, é regulado principalmente pelo núcleo e significativamente influenciado pelo tipo específico de célula em que reside.

Interconversão de plastídeos

A diferenciação de plastídios é um processo dinâmico, permitindo inúmeras interconversões entre tipos de plastídios. Os cloroplastos, por exemplo, podem se transformar em cromoplastos, plastídios ricos em pigmentos responsáveis ​​pelos tons vibrantes observados nas flores e frutos maduros. Da mesma forma, os amiloplastos, que armazenam amido, também podem se converter em cromoplastos, e os proplastídeos possuem a capacidade de se desenvolverem diretamente em cromoplastos. Por outro lado, os cromoplastos e os amiloplastos podem reverter para cloroplastos, um fenómeno observado quando estruturas como cenouras ou batatas são expostas à luz. Além disso, em casos de lesão vegetal ou quando uma célula vegetal se desdiferencia em um estado meristemático, os cloroplastos e outros plastídios podem reverter para proplastídeos. Isso indica que as classificações de cloroplasto, amiloplasto, cromoplasto e proplastídeo representam estados flexíveis, com ocorrência frequente de formas intermediárias.

Divisão

Dentro de uma célula fotossintética, a maioria dos cloroplastos não se origina diretamente de proplastídeos ou etioplastos. Uma típica célula vegetal meristemática de caule, por exemplo, contém um número limitado de proplastídeos, geralmente variando de 7 a 20. Esses proplastídeos posteriormente se diferenciam em cloroplastos, que então sofrem divisão para gerar os 30 a 70 cloroplastos característicos de uma célula vegetal fotossintética madura. Quando a própria célula vegetal se divide, a divisão do cloroplasto garante que um número adequado de cloroplastos seja distribuído às duas células-filhas resultantes.

Em contraste, para algas unicelulares, a divisão do cloroplasto representa o mecanismo exclusivo para gerar novos cloroplastos. A diferenciação dos proplastídeos não ocorre nesses organismos; em vez disso, quando uma célula de alga sofre divisão, seu cloroplasto se divide simultaneamente, garantindo que cada célula filha herde um cloroplasto maduro.

Significativamente, quase todos os cloroplastos dentro de uma célula sofrem divisão, em vez de um subconjunto especializado de cloroplastos que se dividem rapidamente. Os cloroplastos não possuem uma fase S distinta, o que significa que a replicação do seu DNA não é sincronizada nem restrita à das células hospedeiras. Nossa compreensão atual da divisão do cloroplasto é em grande parte derivada de pesquisas em organismos modelo como Arabidopsis e a alga vermelha Cyanidioschyzon merolæ.

O processo de divisão do cloroplasto começa com a montagem das proteínas FtsZ1 e FtsZ2 em filamentos, que, auxiliados pela proteína ARC6, coalescem para formar uma estrutura conhecida como anel Z dentro do estroma do cloroplasto. O sistema Min desempenha um papel crucial na regulação do posicionamento preciso deste anel Z, facilitando assim uma clivagem relativamente uniforme do cloroplasto. Especificamente, a proteína MinD inibe a polimerização de FtsZ em filamentos. Embora também se suponha que a proteína ARC3 esteja envolvida, sua função exata permanece menos elucidada. Estas proteínas reguladoras exibem atividade nos pólos do cloroplasto, onde evitam a formação do anel Z; entretanto, na região central do cloroplasto, MinE neutraliza seu efeito inibitório, permitindo assim a montagem do anel Z. Posteriormente, dois anéis de divisão de plastídios, comumente chamados de anéis PD, são formados. O anel interno de divisão do plastídio se desenvolve primeiro e está situado na face interna da membrana interna do cloroplasto. Ao mesmo tempo, o anel externo de divisão dos plastídios circunda a membrana externa do cloroplasto. Esse anel externo é composto por filamentos de aproximadamente 5 nanômetros de diâmetro, organizados em fileiras espaçadas de 6,4 nanômetros, e sua contração inicia a constrição do cloroplasto. Isso marca o início da constrição do cloroplasto. Notavelmente, em certas espécies, como
Cyanidioschyzon merolæ, os cloroplastos possuem um terceiro anel divisor de plastídios adicional localizado dentro do espaço intermembrana. À medida que a fase de constrição progride, as proteínas dinaminas se agregam ao redor do anel externo de divisão de plastídios, contribuindo para a força mecânica necessária para a compressão do cloroplasto. Ao mesmo tempo, o anel Z e o anel divisor interno do plastídio sofrem degradação. Durante esta fase crítica, os numerosos plasmídeos de DNA do cloroplasto dispersos no estroma são meticulosamente particionados e distribuídos entre os dois cloroplastos filhos nascentes.

Posteriormente, as proteínas dinamina se deslocam abaixo do anel externo de divisão de plastídios, estabelecendo contato direto com a membrana externa do cloroplasto, facilitando assim a cisão final do cloroplasto em dois cloroplastos filhos distintos.

Após a divisão, um remanescente do anel externo de divisão de plastídios persiste, suspenso entre os dois cloroplastos filhos, enquanto uma porção residual do anel de dinamina permanece associada a um dos recém-formados. cloroplastos filhos.

Entre os cinco ou seis anéis distintos implicados na divisão do cloroplasto, apenas o anel externo de divisão dos plastídios mantém sua presença durante todas as fases de constrição e divisão. Embora o anel Z se forme inicialmente, o processo real de constrição do cloroplasto não começa até a formação do anel externo de divisão do plastídio.

Regulamento

Para espécies de algas que possuem um cloroplasto solitário, a regulação rigorosa da divisão do cloroplasto é fundamental para garantir que cada célula filha adquira um cloroplasto, uma vez que a biogénese de novo do cloroplasto não é possível. Por outro lado, em organismos multicelulares como as plantas, onde as células normalmente abrigam múltiplos cloroplastos, a coordenação dos processos de divisão é menos rigorosa e, consequentemente, menos crítica. Embora seja provável um grau de sincronização entre o cloroplasto e a divisão celular, os mecanismos subjacentes permanecem em grande parte não caracterizados.

A iluminação é um pré-requisito estabelecido para a divisão do cloroplasto. Embora os cloroplastos possam exibir crescimento e avançar através de fases iniciais de constrição sob condições de luz verde subótimas, a conclusão da sua divisão é significativamente retardada, necessitando de exposição à luz branca brilhante para citocinese completa. Observações de folhas de espinafre cultivadas sob luz verde revelam uma prevalência de grandes cloroplastos em forma de haltere. A exposição subsequente à luz branca estimula efetivamente a divisão desses cloroplastos, diminuindo assim a população dessas formas alongadas.

Herança do cloroplasto

Análogo às mitocôndrias, os cloroplastos normalmente exibem herança uniparental. No entanto, a herança biparental do cloroplasto, caracterizada pela transmissão de genes plastidiais de ambas as plantas parentais, é observada em frequências muito baixas em certas espécies de angiospermas. Numerosos mecanismos impedem ativamente a herança biparental do DNA do cloroplasto. Estes incluem a degradação seletiva dos cloroplastos ou do seu material genético dentro do gameta ou zigoto, bem como a exclusão dos cloroplastos de um dos pais durante a embriogênese. Além disso, os cloroplastos parentais podem passar por processos de classificação, garantindo que apenas um único tipo esteja presente em cada progênie.

As gimnospermas, exemplificadas pelos pinheiros, exibem predominantemente transmissão de cloroplastos paternos, enquanto as plantas com flores freqüentemente demonstram herança de cloroplastos maternos. Historicamente, acreditava-se que as angiospermas herdavam exclusivamente cloroplastos maternamente; no entanto, numerosos casos documentados agora confirmam a herança paterna do cloroplasto em várias espécies de angiospermas. As angiospermas que exibem transmissão materna do cloroplasto empregam múltiplas estratégias para prevenir a herança paterna. Um mecanismo comum envolve a produção de espermatozoides desprovidos de plastídios. Além disso, vários outros mecanismos documentados contribuem para a prevenção da herança paterna nessas plantas com flores, incluindo taxas diferenciais de replicação do cloroplasto dentro do embrião em desenvolvimento.

Dentro das angiospermas, a herança paterna do cloroplasto é mais frequentemente observada na prole híbrida em comparação com a prole derivada de pais da mesma espécie. Esta observação implica que genes híbridos incompatíveis podem perturbar os mecanismos responsáveis pela prevenção da herança paterna.

Plantas Transplastômicas

Os cloroplastos têm despertado recentemente um interesse significativo por parte dos desenvolvedores de culturas geneticamente modificadas. Dado que os cloroplastos normalmente não são herdados do progenitor masculino na maioria das plantas com flores, os transgenes integrados nestes plastídios não podem ser disseminados através do pólen. Consequentemente, a transformação de plastídios representa uma metodologia valiosa para o desenvolvimento e cultivo de plantas geneticamente modificadas que são biologicamente contidas, apresentando assim riscos ambientais substancialmente reduzidos. Esta estratégia de contenção biológica é, portanto, adequada para facilitar a coexistência de práticas agrícolas convencionais e biológicas. Embora a fiabilidade deste mecanismo ainda não tenha sido avaliada de forma abrangente em todas as espécies de culturas pertinentes, descobertas recentes em plantas de tabaco são encorajadoras, indicando uma taxa de falha de contenção para plantas transplastómicas de 3 em 1.000.000.

Referências

• Cloroplasto – Banco de dados centrado em células
• Clegg MT, Gaut BS, Learn GH, Morton BR (julho de 1994). "Taxas e padrões de evolução do DNA do cloroplasto." Anais da Academia Nacional de Ciências dos Estados Unidos da América. 91 (15): 6795–801. Código Bib:1994PNAS...91.6795C. doi:10.1073/pnas.91.15.6795. PMC 44285. PMID 8041699.Fonte: Arquivo da TORIma Academia